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Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal
Contam. Amb. 1, 25-33, 1985
GENOTOXICIDAD DE DIFERENTES CANCERIGENOS
A CULTIVOS PRIMARIOS DE HEPATOCITOS DE RATAS
NO TRATADAS O PRETRATADAS CON AROCLOR 1254
TOMÁS MENDOZA FIGUEROA,a RUBÉN
LOPEZ REVILLAb
Y
SAÚL VILLA TREVIROb
Departamentos de aFarmacologia y Toxicología, y
bBiología Celular, Centro de Investigación y de
Estudios Avanzados del Instituto Politécnico Na-
cional, Apartado Postal 14-740, México, D. F.,
07000, México.
RESUMEN
Se utilizaron cultivos primarios de hepatocitos de ratas no tratadas o tratadas
con Aroclor 1254 para cuantificar la genotoxicidad de diferentcs clases de can-
cerígenos químicos mediante sedimentación del DNA en gradientes de sacarosa
alcalina. Se definieron dos parámetros de daño al DNA: la concentración efec-
tiva media, esto es, aquella que disminuye el peso molecular del DNA a la
mitad del peso testigo y la potencia de producción de rupturas en el DNA, esto
es, el número de rompimientos por molécula de DNA provocado por exposición
de 2 h a una concentración 1
mM
del compuesto químico.
Se demostró la genotoxicidad del agente alquilante de acción directa N-metil-
N'-nitro-N-nitrosoguanidina
(6.8 a 340 pM) y de los precancerigenos benzo [a]
pireno (0.05 a 0.33 mM), dimetilnitrosamina (0.45 a 16 mM) y nitrosopiperidina
(0.61 a 12 mM) en CPH* de
ratas
no tratadas, mientras que la genotoxicidad
del 2-aminofluoreno (0.28 a 2.76 mM) fue determinada solamente en CPH de
ratas pretratadas con Aroclor 1254.
El pretratamiento de las ratas con Aroclor 1254 disminuyó significativamente
el peso molecular del DNA, la CESOY
del BP* y de la DMN*, mientras que in-
crementó la PPR* de la MNNG*, del BP y de la DMN. Estos resultados mostra-
ron que el pretratamiento con Aroclor 1254 incrementó la genotoxicidad tanto
de los cancerígenos directos como la de los precancerígenos y sugirieron que el
Aroclor 1254 podría elevar la genotoxicidad de los cancerígenos químicos por
aumentar su activación metabólica, por producir efectos genotóxicos directos, o
por ambas razones.
ABSTRACT
Different primary cultures of rat Hepatocityes, treated and uiitreated witli aroclor
1254 were used quantify the genotoxicity of different classes of chernical carcino-
+
CPH, cultivos primarios de hepatocitos; C.E,,, concentración efectiva media; BP, benzo
[a] pireno; DMN, dimetilnitrosamina; PPR, potencia de producción de ruptura en el DNA;
MNNG, N-metil-N'-nitro-N-nitrosoguanidina.
gens by way DNA sedimentation in alkalinc sacarose gradients. Two parameters
of DNA damage werc defined: the effective median concentration, that is, that
which diminishes the molecular weight of DNA to half the control weight; and,
potency in the production of DNA ruptures, the breakage number per DNA
molecule provocated by exposure to
'Z
hrs at a concentration of 1 mM of the
compound chemical.
Genotoxicity was demonstrated for the direct action agent N-Methy-N1-Nitro-
N-Nitrousguanidine
(6.8 to
340 pM); for
the precarcinogen\cs
benzo
[a]
pyrcne (0.05 to 0.33 mM), dimethy nitrosamine
(0.45
to
16 mM)
;
and
nitrouspiperidine (0.61 to 12 mM) in the
PHC
*
of
untreated
rats, while
the genotoxicity of '2-aminofluorine (0.28 to 2.76 mM) was determined only
in the
PHC
of rats pretreated wyth aroclor 1254.
The pretreatment
of
rats with
aroclor
1254 significantly deminished
the
molecular weight of DNA,
EC,,,*,
of
BP
*,
and DMN
*,
while the
PRP
of
MNNG, of the
BP,
and of the DMN. These results showed that pretreatment
with aroclor 1254 incremented the genotoxicity of precarcinogens, as well as
that of
direct carcinogens, suggesting that aroclor
1254 might elevate the
genotoxicity
of
carcinogenic
chemicals, by
augmenting
their metabolism,
by
producing direct genotoxic effects, or for both reasons.
INTRODUCCION
Los bifenilos policlorinados son contaminantes ambientales ampliamente distribui-
dos (Peakall 1972)
;
en efecto, se han encontrado en los tejidos de diferentes es-
pecies animales, incluyendo al hombre (Peakall 1972, Kodana y Ota 1980, Landri-
gan 1980). Los BPCs
*
son tóxicos (Kimbrough
et
al.
1978, Kuratsune 1980)
y
carcinogénicos (Ito
ct
al.
1978, Kimbrough 1979). El aroclor 1254, que es una
mezcla de BPCs que contiene 54% de cloro, es un cancerígeno potencial para la
especie humana (Althouse
et
al. 1980).
Los BPCs son transformados por el sistema enzimático de monoxigenasas u oxida-
sas de función mixta, dependiente del citocromo P-450, a epóxidos reactivos capa-
ces de unirse covalentemente con las proteínas de las membranas microsCmicas
(Shimada y Sato 1980, Shimada
et
al.
1981), con el RNA y el DNA (Morales y
Matthews 1979). Los BPCs son inductores del sistema de OFM
*
que metaboliza
los precancerígenos; el AR
*
aumenta los niveles de los c~tocromos P-448 y P-450
y las actividades de las enzimas etilmorfina N-desmetilasa e hidroxilasa de los hi-
drocarburos aromáticos (Alvarez y Kappas 1977). El Ar ha sido usado coino
inductor en algunas pruebas de
mutageiiicidad,/carc~nogenicidad
in
vitro
de precan-
cerígeno~
(Hollstein
et
al.
1979).
Previamente se ha descrito que el agente alquilante de acción directa MNNG y
el precancerígeno DMN producen rupturas en el DNA de CPH (Mendoza-Figue-
roa
ct
d.
1979). También se demostró que el pretratamiento de las ratas con feno-
barbital, que es un inductor de las enzimas microsómicas hepáticas, incrementa la
genotoxicidad de la DNA en los CPH (Mendoza-Figueroa
et
al.
1983). En este
trabajo se mostró que diferentes clases de cancerígenos químicos causan rupturas
en el DNA de CPH y que su genotoxicidad aumenta por pretratamiento in
vivo
con Aroclor 1254.
*
BPCs, bifenilos policlorinados; OFM, oxidasas de función mixta; Ar, Aroclor 1254.
GENOTOXICIDAD
DE CANCER~CENOS
MATERIALES Y METODOS
Los reactivos fueron obtenidos de los siguientes .proveedores: BP y dimetil sulfóxido
de Sigma Chemical Co.; MNNG de ICN
K&K
Laboratories, Inc.; DMN de East-
man Organic Chemicals: NP
*
fuc sintetizada y donada por el Dr. Fernando Walls,
Instituto de Química, LTNAM, Méx;co; Ar de Analabs, Inc.; $H]timidina de
AmershamJSearle Corp.; la insulina de 10s Laboratorios Lilly,' México, D. F.; el
suero de ternera de Biocel, México, D. F.; los demás reactivos de grado analítico
se consiguieron de J. T. Baker, México, D. F.
Ratas Wistar (machos de 200 g) fueron sometidos a hepatectomía parcial (Higgins
y Anderson 1931) y mantenidas en ayunas durante 20-24 h antes del aislamiento
de los hepatocitos. Las ratas tratadas con Ar recibieron una dosis intraperitoneal
de 500 mg/kg (Costa et al. 1976),
4
días antcs de la hepatectomía parcial.
CONDICIONES
DE CULTIVO
El aislamiento de las células tiepát;cas se realizó conforme se ha descrito previa-
mente (Mendoza-Figueroa
ct
al.
1979). Un millón de células fueron inoculadas por
caja de cultivo de 35 rnm (Falcon Plastic Co.) en 1.5 m1 de medio esencial mí-
n'mo de Eagle enriquecido con
71%
de suero de ternera, insulina (1 pM) y [3H]-
timidina (5 &i/ml).
Las células fueron mantenidas a 37OC en incubadora con
una atmósfera de 5% de
COZ.
Después de 2 h las células no adheridas se desecha-
ron y las cajas de cultivo fueron lavadas con 1.5 m1 de MEM
*
y posteriormente
incubadas durante 2 h ron MEM enriquecido, pero sin el compuesto radiactivo.
La MNNG, DMN y NP fueron disueltas
en
MEM (pH 7.2) inmediatamente
antes de ser añadidas a los cultivos. El BP y 2-AF
"
se disolvieron en DMSO
*
y
después en MEM; la concentración final de DMSO en los cultivos testigos y trata-
dos fue de 1%. Después de 2 h de exposición, los cultivos fueron lavados 2 veces
con una solución salina balanceada, enseguida se añadieron 0.2 m1 de la misma
solución a cada caja y las células fueron despegadas con una espátula de hule.
~LTRACENTRIFUGACIÓN
Y CÁLCULO
DEL PESO MOLECULAR DEL DNA
I,os procedimientos para la sedimentación en gradientes de sacarosa y para el
cálculo del peso molecular del DNA fueron ya previamente descritos (Mendoza-
Figueroa
et
al. 1979). El peso molecular relativo del DNA (N) fue determinado
como la relación del PM,
*
del DYA de los cultivos tratados con respecto a los no
NP, nitrosopiperidina.
*
MEM, medio esencial mínimo de Eagle; 2-AF, 2-aminoflunoreno; DMSO, dimetilsulfóxido.
*
PM,, peso molecular promedio; PM,, peso molecular relativo.
tratados. El número de rupturas por molécula de DNA (N) fue calculado con la
fórmula N
=
(1
-
PM,) IPM, (Mendoza-Figueroa et al. 1983).
La dosis efectiva media de cada cancerígeno, esto
es,
la que disminuye el PMp a la
mitad y por tanto que provoca una ruptura promedio por molécula de DNA, fue
establecida de las ecuaciones correspondientes obtenidas por regresión lineal de
los datos presentados en las tablas 1 y 11 (log PM,
vs
log concentración).
El número de rompimientos por molécula de DNA fue determinado para cada
concentración (Tablas 1 y 11) y las ecuaciones correspondientes fueron entonces
estimadas por regresión lineal (número de rupturas por molécula de DNA
vs
con-
centración). La PPR de los cancerígenos fue definida como el número de rupturas
por molécula de DNA causadas después de 2 h de exposición a una concentración
1
mM. Este parámetrofue obtenido directamente de la pendiente de las ecuacio-
nes correspondientes.
RESULTADOS
PMp
DEL DNA DE
LOS
HEPATOCITOS
El PMp del DNA de los CPH de las ratas no tratadas fue de 2.83
X
lo8
+
0.55
X
lo8 (media
rt-
DE*; n
=
8), mientras que el PM, de los CPH de las ratas
pretratadas con Ar fue de 1.97
X
lo8
+
0.39
X
10s
(media
f
DE; n
=
6). El
MP, del DNA de las ratas tratadas y no tratadas fue significativamente diferente
(p
<
0.005). El PM, del DNA de los cultivos testigo obtenidos de las ratas no
tratadas y pretratadas con Ar fue 1.00
+
0.10 y 1.00
+
0.04 (media
I
DE),
respectivamente.
La exposición por 2 h de los CPH de ratas no tratadas a concentraciones crecien-
tes de MNNG, BP, DMN y NP disminuyó el PM, del DNA proporcionalmente
a la dosis (Tabla 1).
.4
las concentraciones probaas solamente el 2-AF no tuvo
efecto significativo sobre el PM del DNA. En los
@H
de ratas pretratadas con Ar
la exposición por 2 h
a
MNNG, BP y DMN prpdujo mayor fragmentación del
DNA que en los cultivos de ratas no tratadas (Tabla 11). También la exposición
a 2-AF (0.28 mM a 2.76 mM) provocó disminución significativa en el tamaño
del DNA (Tabla 11).
En los cultivos de ratas no tratadas, la genotoxicidad de la MNNG expresada como
CESO y. PPR fue cerca de 10 y 1000 veces mayor que la del BP y de la DMN,
respectivamente (Tabla 111), mientras en los cultivos de ratas pretratadas con Ar
estas proporciones disminuyeron para la CESO y aumentaron para la PPR (Tabla
*
DE, desviación estándar.
TABLA 1. GENOTOXICIDAD DE DIFERENTES CANCERIGENOS
QUIMICOS
A
CULTIVOS PRIMARIOS DE HEPATOCITOS
DE RATAS
*
NO TRATADAS
Cancerígeno
Peso
Molecular
No. de rup-
Concentración
relativo del
turas/mol/cu-
(mM)
DNA (PMr)
la de DNA
*
Benzo [a] pireno
Dimetilnitrosamina
2-Aminof luoreno
-
*
Los hepatocitos fueron aislados, incubados por
2
horas con PHltimidina y después por
2 h en medio fresco antes de su tratamiento con cancerígenos. Después del tratamiento, los
hepatocitos fueron lisados por 1 h sobre gradientes de sacarosa alcalina
(5-20010)
y centrifu-
gados durante 30 minutos a 300,000 g. El peso molecular del DNA fue calculado y expre-
sado como una fracción del peso molecular del cultivo testigo no tratado con cancerígenos.
%
NGmero de rupturas/molécula de DNA
=
(1-PMr)JPMr.
3
No detectable a las concentraciones probadas.
111).
La CEse de la MNNG no cambió por el tratamiento in vivo con Ar, mien-
tras que la PPR aumentó más de 5 veces; las CE,, del BP y de la DMN disminu-
yeron
más
de 5 veces y sus PPR aumentaron de 2 a 3 veces (Tabla 111).
DISCUSION
En este trabajo se ha utilizado un sistema de prueba diseñado previamente con el
objeto de averiguar la genotoxicidad de la DMN (Menda-Figueroa et al. 1979)
para descubrir los efectos genotóxicos de otras clases de precancerígenos químicos,
como hidrocarburos aromáticos policíclicos (BP), aminas aromáticas
(2-AF)
y
nitrosarninas cíclicas (NP)
.
Puesto que los BPCs son contaminantes ambientales universales, capaces de in-
teraciconar con los ácidos nucleicos (Morales y Matthews, 1977) y de inducir
poderosamente la actividad de las enzirnas microsómicas del hígado (Alvarez y
Kappas 1977), se investigó si el Aroclor 1254, una mezcla comercial de BPCs, mo-
dificaba la genotoxicidad de otros cancerígenos.
Se midió la genotoxicidad de los cancerígenos por medio de la disminución en
el tamaño del DNA. Si bien es posible detectar rupturas en el DNA después de la
muerte celular (Williams y Little 1974), con 2 h de exposición a un agente hepato-
tóxico no carcinogénico como la cicloheximida (0.1 a 10 mM) no se causó, en las
condiciones empleada;, disminución en el peso rnolecular del DNA (Mendoza-Fi-
gueroa et al. 1979). Aunque la viabilidad de las células no fue determinada des-
pués de la exposición a los cancerígenos, los CPH no mostraban alteraciones mor-
fológicas que sugirieran la muerte celular.
Por lo tanto, se considera que las rupturas producidas al DNA por estos com-
puestos no se deben a la muerte celular, sino que son el resultado directo de su
genotoxicidad.
TABLA 11. GENOTOXICIDAD DE DIFERENTES CANCERIGENOS
QUIMICOS A CULTIVOS PRIMARIOS DE HEPATOCITOS
DE RATAS
*
PRETRATADAS CON AROCLOR 1254
Cancerígeno
Peso
Molecular
No. de rup-
Concentración
relativo del
turas/molécu-
(mM)
DNA (PMr)
la de DNA
$
Benzo [a] p'
ireno
Dimetilnitrosamina
N-metil-N'-nitro-N-nitrosoguanidina
0.007
Q.068
(f.
136
0.340
0.025
6.050
0.099
O. 1 9 8
0.45
4.46
8.9 1
16.20
0.03
0.28
1.38
2.76
0.61
0.63
0.1 1
8.17
0.03
33.50
0.01
99.00
0.4 1
1.44
0.39
1.58
0.35
1.90
0.18
4.62
0.78
0.28
0.43
1.33
0.40
1.48
0.3 1
2.26
0.98
N.D.5
1 .O2
N.D.
0.70
0.43
0.67
0.50
*
Los hepatocitos fueron aislados 5 días despuCs de que las ratas fueron tratadas con
Aroclor 1254 (500 mg/kg).
Los
cultivos fueron incubados 2 h con PHItimidina y después por
2 h en medio fresco antes de su tratamiento con cancerígenos. DespuCs del tratamiento, los
hepatocitos fueron lisados por 1 h sobn gradientes de sacarosa (5-2%)
y centrifugados
durante 30 minutos a 300,000 g. El
peso
molecular de DNA fue calculado y exprelado como
una fracción del peso molecular del cultivo testigo no tratado con cancerígenos.
%
NGmero de rupturadmolCcula de DNA
=
(1-PMr)/PMr.
f No detectado.
TABLA 111. PARAMETROS DE DAR0 PRODUCIDO AL DNA
DE HEPATOCITOS POR DIFERENTES CANCERIGENOS
Ratas no tratadas
Ratas pretratadas con Aroclor 1254
Cancerígeno
CEw*
PPRt
cE.50
PPR
MNNG
B P
DMN
2-AF
NP
55.47 (1.00)
5.47 (0.95)
0.06 (0.98)
N.D.
0.07 (0.98)
*
Concentración efectiva media (m moles/litro). En par6ntcsis, el coeficiente de correla-
ción de la ecuación obtenida por regresión lineal.
$
Potencia de producción de rupturas al DNA (Número de rupturas/molécula de DNA/m
movlitro)
.
S
No detectable a las concentraciones probadas.
Los efectos genotóxicos del BP y DMN aumentaron en los CPH de ratas pre-
tratadas con Ar (Tabla 11)
;
también el 2-AF causó disminución significativa
en el tamaño del DNA. Puesto que los BPCs inducen la desmetilación oxidativa de
la DMN (Jannetti y Anderson 1981
)
y
la hidroxilación del BP (Alvares y Kappas
1977), la mayor genotoxicidad pudo deberse a una mayor activación metabólica
en los CPH de las ratas pretratadas con Ar, como ya se mostró anteriormente para
la DMN en CPH obteilidos de ratas pretratadas con fenobarbital (Mendoza-Fi-
gueroa
et
al. 1983).
Para determinar si la mayor genotoxicidad de los precancerígenos pudo atribuir-
se a efectos del Aroclor 1254 diferentes de la activación enzimática, se probó la
genotoxicidad del agentc alquilante de acción directa-MNNG en cultivos de ratas
no tratadas o tratadas con Ar. La CESO
de la MNNP fue la misma en los CPH
tanto de ratas no tratadas como pretratadas con Ar, mientras que la PPR aumentó
más de 5 veces (Tabla 111). Estos resultados ~u~ieren'~ue
efectos del Ar diferentes
a la inducción de enzima microsómicas están posiblemente involucrados en el
incremento de genotoxicidad de los precancen'genos. El hecho de que el PM, de
los CPH de ratas pretratadas con Ar sea significativamente menor, sugiere que
el pretratamiento in vivo con el Ar produce daño al DNA. Los resultados obteni-
dos en este trabajo coinciden con publicaciones anteriores que muestran que los
BPCs y en particular el Ar causan rupturas al DNA (Stadnicki
et
al. 1979, Sina
el
al. 1983). Por lo tanto, no se puede descartar que la aparente elevación en la
genotoxicidad de los cancerígenos se debe, al menos parcialmente, a los efectos
eenotóxicos directos del Ar.
"
Además del parámciro CESO previamente descrito (Mendoza-Figueroa
et
al.
1979), en esta investigación se introdujo un nuevo parámetro de daño al DNA, el
PPR (Tabla 111). El efecto diferencial del Ar sobre ambos parámetros (Tabla
111) sugiere que ellos probablemente tienen diferente significado biológico. La
CEto parece depender principalmente de la activación metabólica, mientras que
la PPR aparentemente está más afectada por daño adicional al DNA (Tabla 111).
En resumen, los resultados muestran que la genotoxicidad de diferentes tipos
de cancerígenos químicos puede ser detectada en CPH de ratas hepatectomizadas
mediante sedimentación del DNA en gradientes de sacarosa alcalina. También se
muestra que el pretratamiento de las ratas con Ar aumenta la genotoxicidad tanto
de cancerígenos directos como de precancerígenos. Los probables mecanismos in-
volucrados en este sinergismo pueden ser el incremento en la activación metabÓIi-
ca, la genotoxicidad directa del Ar o ambos.
REFERENCIAS
Althouse R., Huff J., Tomatis L. y Wlibourn J. (1980). An evaluation of chemical and
industrial processes associated with cancer in humans based on human and animal data
Cancer Res.
40,
1-12.
Alvares A. P. y Kappas A. (1977). The inducing properties of polychlorinated biphenyls on
hepatic monooxigenases. Clin. Pharm. Ther. 22, 809-816.
Costa M., Costa E. R., Manen C. A., Sipes 1. G. y Russell D. H. (1976). Adenosine cyclic
3',
5'-monophosphate-dependent
protein kinase and ornithine decarboxylase involvement
in the induction of cytochrome P-450 and hepatic hypertrophy. Mol. Pharmacol. 12,
871-878.
Higgins G. M. y Anderson R. M. (1931). Experimental pathology of the liver. 1. Restoration
of the liver of the white rat following paetial surgical removal. Arch. Pathol. 12, 186-202.
Hollstein M., McCann J., Angelosanto F. A. y Nichols W. W. (1979). Short-tenn tests for
carcinogens and mutagens. Mutat. Res. 65, 133-226.
Ito N., Nagasaki H., Arai M., Makiura S., Sugihara S. y Hirao K. (1973). Histopathologic
studies on liver tumorigenesis induced in mice by technical polychlorinated biphenyls and
its promoting effect on liver tumors induced by benzene hexachloride. J. Natl. Cancer
Inst.
SI,
1637-1646.
Janneti R. A. y Anderson L. M. (1981). Dirnethylnitrosamine dimethylase activity in fetal,
suckling and maternal mouse liver and its transplacental and transmammary induction by
polychlorinated biphenyls. J. Natl. Cancer Inst. 67, 461-466.
Kibrough R. D. (1979). The carcinogenic and other chronic effects of persistent halogenat-
ed compounds. Ann. N. Y. Acad. Sci. 320, 415-418.
Kimbrough R., Buckely J., Fiahbein L., Flamm G.,
Kaaza
L., Marcus W., Shibko S. y Teske
R.
(
1978). Animal Toxicology. Environm. Health Perspect. 24, 1 73- 184.
Kodama H. y Ota H. (1980). Transfer of polychlorinated biphenyls to infants from their
mothers. Arch. Environm. Health 35, 95-100.
Kuratsune M. (1980). Yusho.
En Halogenated biphenyls, terphenyls, naphtalenes, diben-
zodioxins and related products.
(R.
D.
Kimbrough, Ed.) Elsevier/North-Holland, Amsterdam. pp. 287-302.
Landrigan P. J. (1980). General population exposure to environmental concentrations of
halogenated biphenyls.
En Halogenated biphenyls, terphenyls, naflhtalenes, dibenzodioxins
and related products.
(R.
D.
Kimbrough, Ed.) Elsevier/North-Holland, Amsterdam. pp.
267-286.
Mendoza-Figueroa T., López-Revilla R. y Villa-Treviíio S. (1979). Dose-dependent DNA
ruptures induced by the procarcinogen dimethylnitrosamine on primary rat liver cultures
Cancer Res. 39, 3294-3257.
Mendoza-Figueroa T., Mpez-Revilla R. y Villa-Trevibo S. (1983). DNA breaks induced by
micromolar concentrations of dimethylnitrosamine in liver primary cell cultures from untre-
ated and phenobarbital treated rats. Toxicology 27, 55-69.
Morales N. M. y Matthews H. B. (1979). In vivo binding of
2,3,6,2'3',eY-hexachlorobiphenyl
to mouse liver macromolecules. Chem. Biol. Interact. 27, 99-110.
Peikall D. B.
(
1972). Polychlorinated biphenyls: ocurrente and biological effects. Residue
Rev. 44,
1-21.
Shimada T. y Sato R. (1980). Covalent binding of polychlorinated biphenyls to rat liver
microsomes in
vitro: natun! of reactive metabolitea and target macromolecules. Toxicol.
Appl. Pharmacol.
55,
490-500.
Shiiada
T.,
Imai
Y. y Sato (1981). Covdent binding of
polychlorinated biphenyls to
proteins by reconstituted monooxygenase aystern containing cytochrome P-450. Chem. Biol.
Ihteract. 38, 29-44.
Sina J. F., Bean C. L., Dysart
C.
R., Taylor V.
1.
y Bradley M. 0 . (1983)~
Evaiuation of
the alkaline elutionJrat hepatocyte assay
as
predictor of carcinogeniJmutagenic
potential.
Mutat. Res. 113, 357-391.
Stadnicki S. S., Lin R. S. D. y Allen J. R. (1979). DNA single strand breaks caused by
2,2',5,5'-tetrachlorobiphenyl
and its rnetabolites.
es.
Commun. Chem. Pathol. Pharmacol.
24, 313-327.
Williams J. R. y Little J. B. (1974). Association of mamrnalian cell death with a specific
endonucleolytic degradation of DNA. Nature 252, 754-755.
logo_pie_uaemex.mx