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AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DE UN CULTIVO MIXTO DE
MICROORGANISMOS CON CAPACIDAD PARA DEGRADAR DDT
Esther CARRILLO-PÉREZ, Arturo RUIZ-MANRÍQUEZ y Haydée YEOMANS-REINA
Departamento de Ingeniería Química y Metalurgia, Universidad de Sonora, Hermosillo 83000, Sonora, México,
jhyeomans@iq.uson.mx
(Recibido agosto 2002, aceptado marzo 2004)
Palabras clave: aislamiento, biodegradación, cinética de crecimiento, DDT
RESUMEN
Se aisló un cultivo mixto de bacterias con capacidad para degradar DDT a partir de una mezcla
de muestras de agua, suelo y sedimento contaminados de la región del Valle del Yaqui en
Sonora, México. El cultivo fue propagado en forma intermitente, en un medio de sales minerales
con 133 ppm de DDT comercial centrifugado e incubado a 28 °C y 150 rpm. El crecimiento fue
evaluado midiendo el incremento de proteína por el método de Lowry correlacionado con el
aumento en peso seco de biomasa. El cultivo tuvo una velocidad específica de crecimiento de
0.072/h y un tiempo de generación de 9.62 h. El DDT residual se determinó por cromatografía de
gases. El crecimiento fue sustentado por el DDT disponible como única fuente de carbono y
fue completamente asimilado en las primeras 40 h. Los metabolitos DDD y DDE presentes en el
DDT comercial fueron completamente degradados sin observarse elevación de su concentra-
ción durante el cultivo. La identificación de microorganismos sugirió un cultivo conformado
principalmente por bacilos Gram negativos pertenecientes a los géneros
Pseudomonas,
Neisseria, Moraxella
y
Acinetobacter.
Key words: isolation, biodegradation, growth kinetics, DDT
ABSTRACT
A mixed culture capable of degrading DDT was isolated from a mixture of samples taken from
contaminated water, soil, and sediments from the Yaqui Valley in Sonora, Mexico. The culture
was grown intermitently in a mineral salts medium suplemented with 133 ppm of centrifuged
commercial DDT and incubated at 28 º C and 150 rpm. Growth was evaluated meassuring
protein increase using the Lowry method. The protein containt was correlated to increase of
dry mass weight. The culture had a specific growth rate of 0.072/h and a generation time of 9.62
h. The residual DDT was determinated by gas chromatogrphy. The growth was sustained by
DDT as a sole source of carbon and was completely consumed in the first 40 h. The metabolites
DDD and DDE also present in commercial DDT were completely degraded without showing an
increase in concentration throughout the culturing. The microbiological identification of this
culture suggested that it was formed mainly by a Gram-negative bacilli. These bacilli were
identified as members of the genera
Pseudomonas, Neisseria, Moraxella
and
Acinetobacter.
Rev. Int. Contam. Ambient. 20 (2) 69-75, 2004
E. Carrillo-Pérez
et al.
70
INTRODUCCIÓN
El desarrollo de las sociedades contemporáneas en las
últimas décadas ha estado asociado al uso de compues-
tos sintéticos conocidos como xenobióticos, los cuales
entran directa o indirectamente al ambiente, contaminán-
dolo y generando problemas severos a la salud del hom-
bre, además ponen en riesgo la estabilidad de muchas
especies. Agentes xenobióticos como los plaguicidas, sin
negar su contribución al incremento de la productividad
agrícola a nivel mundial (Derache 1990), han contamina-
do el ambiente, afectando principalmente cuerpos de agua
debido al uso indiscriminado e inadecuado de ellos, sobre
todo en países en desarrollo (Ortega
et al
. 1994). Tal es
el caso del Valle del Yaqui, en el noroeste de México,
donde la aplicación intensa de plaguicidas ha sido señala-
da como la causa principal de la contaminación de aguas
superficiales y subterráneas (Ortiz-Hernández
et al
.
1997). Algunos de ellos ya han sido prohibidos en otros
países por su recalcitrancia y toxicidad. Se ha detectado
la presencia de plaguicidas en pozos utilizados para el
abastecimiento de agua potable así como en muestras de
fluidos humanos en habitantes de poblaciones del Valle
del Yaqui (García-Bañuelos y Meza-Montenegro 1991).
Cámara-Durán (1992), reporta la detección de plaguicidas
en los principales drenajes colectores de aguas residuales
del Valle del Yaqui. La mayoría de los plaguicidas
detectados son organoclorados y algunos de ellos
presentan concentraciones que rebasan las normas
mexicanas de la calidad del agua para consumo humano.
La capacidad metabólica de los microorganismos para
degradar estos contaminantes, ha sido considerada como
una alternativa potencial para contribuir a la disminución
de sus niveles en el ambiente (Alexander 1981, Nadeau
et al
. 1994, Park
et al
. 2003). La habilidad de los microor-
ganismos para degradar compuestos persistentes como
DDT y sus metabolitos presentes en agua, aguas resi-
duales, sedimento y ambientes marinos ha sido frecuen-
temente documentada (Wedemeyer 1967, Pfaender y
Alexander 1972, Bumpus y Aust 1987, Aislabie
et al
.
1999, Foght
et al
. 2001). La presencia de este tipo de
organismos en suelo contaminado así como la posibilidad
de favorecer su desarrollo puede ser muy conveniente
cuando se piensa en la biodegradación como una opción
para el tratamiento de sitios contaminados. El objetivo de
este trabajo fue evaluar la capacidad para degradar DDT
de un cultivo bacteriano mixto aislado de habitats del Valle
del Yaqui así como llevar a cabo la identificación presuntiva
de los microorganismos que conforman dicho cultivo.
MATERIALES Y MÉTODOS
Reactivos
Los estándares de DDT [1,1,-tricloro-2,2-bis (p- clo-
rofenil) etano] (98%); DDD [1,1-dicloro-2,2-bis(p-
clorofenil)etano (98 %) y DDE [1,1-dicloro-2,2 bis(p-
clorofenil)etileno (99%) fueron adquiridos de Supelco Co.;
el DDT comercial al 75% se obtuvo a través de la Se-
cretaría de Salud Pública; la albúmina de suero de bovi-
no (BSA), K
2
HPO
4
, KH
2
PO
4
, NH
4
SO
4,
MgSO
4
·7H
2
O,
CaCl
2
·2H
2
O, MnSO
4
·H
2
O, FeSO
4
·7H
2
O, NaOH,
Na
2
SO
4
anhidro, hexano (grado cromatográfico), éter
etílico (grado cromatográfico) y acetona fueron adquiri-
dos de SIGMA.
Aislamiento
Las muestras de suelo, sedimento y aguas residuales
fueron colectadas de sitios con un historial de contami-
nación o manejo de plaguicidas entre 15 a 25 años, situa-
dos en la región del Valle del Yaqui, en el noroeste de
México. Se tomaron 500 g de muestras de sedimento y
suelo a una profundidad de 4 a 10 cm de la superficie y
se almacenaron en bolsas de plástico. Adicionalmente se
recolectaron muestras de aguas residuales y se almace-
naron en frascos de nalgene estériles. Las temperaturas
de los sitios de muestreo fluctuaron entre 31º y 39º C.
Todas las muestras fueron procesadas antes de las
48 horas, colocando en un vaso de precipitados 250 g de
la mezcla homogénea de suelo y sedimento, 250 mL de
la muestra de agua residual y 700 mL de agua destilada.
Se homogeneizó la mezcla, se midió el pH y se determi-
nó el contenido de DDT, DDD y DDE para los cuales se
obtuvieron valores de 46 ppb, 11 ppb y 37 ppb, respecti-
vamente. Una alícuota del sobrenadante de la prepara-
ción anterior se utilizó como inóculo.
Se preparó una solución de sales minerales con la
siguiente composición en g/L: K
2
HPO
4
, 1.73;
KH
2
PO
4
,
0.68; NH
4
SO
4
, 1.0; MgSO
4
·7
H
2
O, 0.1; CaCl·2 H
2
O,
0.02; MnSO
4
·H
2
O, 0.03; y FeSO
4
·7H
2
O, 0.03, la cual se
esterilizó a 121 °C por 15 minutos (Stanlake y Finn 1982).
Se distribuyeron 25 mL de esta solución en matraces
Erlenmeyer de 250 mL, previamente dosificados con 133
ppm de DDT comercial disuelto en acetona y
centrifugado. En este medio de cultivo, con DDT como
única fuente de carbono, se inocularon los matraces con
5% (v/v) del sobrenadante y se incubaron a 28 °C y 150
rpm en una incubadora con agitación hasta observar cre-
cimiento. Los microorganismos fueron aislados por la
técnica de cultivo de enriquecimiento.
Se cosechó el paquete celular por centrifugación del
caldo de cultivo a 14,000 x g por 15min; se lavó tres
veces con solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.0
(Hunter-Cervera
et al.
1986). Posteriormente se trans-
firió a tubos de ensaye estériles, se resuspendió en 3 ml
de solución de sales minerales y se almacenó en refrige-
ración.
Métodos analíticos
Determinación de proteína.
Se utilizó
el método de
BIODEGRADACIÓN DE DDT
71
Lowry adaptado para el análisis de microorganismos
(Herbert
et al.
1969). A una alícuota de 0.5 ml de sus-
pensión de microorganismos se adicionaron 0.5 ml de
NaOH 1.0 N, se colocó en un baño de agua hirviendo
por 5 minutos y se enfrió con agua fría. Se añadieron 2.5
mL de una mezcla de reactivos recién preparada: 50 mL
Na
2
CO
3
al 5 %, 2 mL de CuSO
4
·5H
2
O al 0.5 % en tartrato
de potasio al 1 % y se dejó reposar 10 minutos. Se agre-
garon 0.5 mL del reactivo de Folin-Ciocalteu 1.0 N, se
agitó inmediatamente el tubo y se dejó reposar 30 minu-
tos para desarrollo de color. Se midió la absorbancia a
750 nm en un espectrofotómetro previamente calibrado
con un blanco de reactivos. Cada punto de muestreo se
analizó por triplicado y se calculó la cantidad de proteína
con base en una curva de calibración empleando albúmi-
na de suero de bovino como proteína estándar, la cual
recibió el mismo tratamiento que las muestras de cultivo.
Determinación de peso seco
. Para la determina-
ción de peso seco del paquete celular se utilizó una serie
de matraces Erlenmeyer de 500 mL por duplicado. Los
matraces con 50 mL de medio de cultivo se inocularon
con un cultivo en crecimiento exponencial y se incuba-
ron a 28 °C y 150 rpm. Se realizaron muestreos periódi-
cos durante el crecimiento, sacrificando matraces. Se
cosechó el paquete celular por centrifugación, usando
tubos de nalgene de 50 mL, previamente tarados y man-
tenidos en un desecador. Se descartó el sobrenadante
de cada tubo y se secaron las células a 50 °C hasta
obtener peso constante (Mallete 1971).
Las determinaciones de proteína y peso seco se rea-
lizaron simultáneamente y la correlación entre ellas fue
analizada por regresión lineal utilizando el paquete Sigma
Plott 2.0
Determinación de DDT, DDD y DDE.
Para eva-
luar el contenido de DDT residual se siguieron las reco-
mendaciones del método oficial 608 de la EPA (1984).
En un embudo de separación de 30 mL se extrajeron
10 mLdel cultivo con 10 mL de una mezcla de hexano-
éter etílico 3:1(v/v), acidificando con una gota de H
2
SO
4
concentrado. Se hicieron dos extracciones sucesivas a
cada muestra, agitando por 5 minutos y dejando reposar
hasta lograr la separación de las fases. Se eliminó el
contenido de agua de la fase orgánica del extracto aña-
diendo 0.5 g de sulfato de sodio anhidro (activado por
calentamiento a 400 °C en una mufla por 4 horas). El
extracto se concentró en un rotavapor, se llevó hasta
sequedad en una campana de extracción y se guardó en
refrigeración hasta su análisis.
Los extractos fueron diluidos apropiadamente en
hexano y analizados en un cromatógrafo de gases Varian
3800 equipado con detector de captura de electrones. Para
la separación de los compuestos se utilizó una columna
DB
TM
–5 de 30 m de largo, 0.25 mm de diámetro interno
y espesor de película de 0.25
µ
m. Las temperaturas del
inyector y detector fueron de 250 ºC y 300 ºC, respectiva-
mente. La columna fue operada de manera programada
iniciando con una temperatura de 140 ºC mantenida du-
rante 1 minuto; una rampa de 140 ºC hasta 240 ºC a razón
de 20 ºC/min, mantenida por 1 min y una segunda rampa
de 240 ºC hasta 265 ºC a razón de 10 ºC/min, mantenida
por 2 min. Se utilizó nitrógeno como gas acarreador a un
flujo constante de 1.7 mL/min. Las inyecciones fueron de
1
µ
L manejadas en modo sin división. La cuantificación
se hizo mediante calibración con estándar externo; las
concentraciones de DDT, DDD y DDE fueron determi-
nadas por duplicado, con base en una curva de calibra-
ción y los datos fueron procesados empleando el progra-
ma Start Workstation versión 5.3. La identificación de los
plaguicidas se hizo por comparación de los correspondientes
tiempos de retención con respecto a los estándares puros.
Para el análisis de regresión y la construcción de gráficas
se usó el paquete Sigma Plott 2.01.
Estudios de biodegradación
Para evaluar el crecimiento y la biodegradación del
DDT se cultivaron de manera intermitente una serie de
matraces Erlenmeyer de 125 mL por duplicado con su
respectivo testigo sin inoculación. Cada uno de los
matraces se preparó con 10 mL de medio de cultivo, se
inocularon con un cultivo en crecimiento exponencial ajus-
tando la concentración celular inicial a 46
µ
g/mL de pro-
teína y se incubaron a 28 °C y 150 rpm. Se realizaron
muestreos a diferentes intervalos durante el crecimien-
to, sacrificando matraces para el análisis de proteína,
DDT, DDD y DDE residual. La velocidad específica de
crecimiento (μ) fue calculada utilizando la siguiente ecua-
ción derivada del balance de masa en un reactor inter-
mitente: Ln(X
2
/X
1
) = μ(t
2
-t
1
). De esta misma ecuación
se calculó el tiempo de doblado considerando en la cur-
va de crecimiento el punto en que X
2
= 2X
1
, donde X
representa la concentración celular dentro del reactor y
t el tiempo transcurrido.
Identificación de microorganismos
A partir del cultivo mixto se hicieron aislamientos de
cepas puras por dilución seriada. Las placas con agar,
sales minerales y 133 ppm de DDT se inocularon e incu-
baron a 28 ºC hasta observar crecimiento. Se hicieron
resiembras sucesivas de las colonias aisladas para lo-
grar su purificación en agar nutritivo y 133 ppm de DDT.
Se describió la morfología de las colonias aisladas y
se practicó la tinción de Gram para observar la morfolo-
gía celular.
A las cepas puras se les practicaron las pruebas
bioquímicas convencionales de identificación tales como
catalasa, oxidasa, oxidación y fermentación de glucosa,
crecimiento en aerobiosis y anaerobiosis, movilidad, prue-
bas de ornitina y fenilalanina, reducción de nitrato, licue-
facción de gelatina así como producción de ácido sulfhí-
drico (Mac Faddin 1991).
E. Carrillo-Pérez
et al.
72
RESULTADOS
Identificación de microorganismos
Se aisló un cultivo mixto de bacterias en medio de sa-
les minerales con 133 ppm de DDT comercial como úni-
ca fuente de carbón. A partir del cultivo mixto se lograron
aislar cepas puras, cuyas colonias fueron fácilmente ob-
servables a simple vista en las primeras etapas de purifi-
cación; en las resiembras sucesivas el crecimiento se hizo
lento y el tamaño de las mismas disminuyó, dificultándose
su apreciación por la similitud del color de éstas con el
medio. El uso de agar nutritivo suplementado con DDT en
las subsecuentes etapas de purificación mejoró la forma-
ción de colonias y facilitó su diferenciación. Fueron ob-
servados al microscopio segmentos de hifas y agrupacio-
nes bacilares ramificadas Gram positivas, presumiblemente
de actinomicetos; sin embargo, éstos no pudieron ser ais-
lados. La mayoría de las cepas aisladas fueron bacilos
Gram negativos, los cuales formaron colonias convexas,
de color crema o blanco, consistencia cremosa, de már-
genes enteros y de un diámetro que varió de 0.5 a 2 mm,
excepto una cepa de cocobacilos Gram negativo forman-
do colonias blancas umbonadas de 2 mm de diámetro.
Las pruebas bioquímicas y nutricionales practicadas
a cada una de las cepas que conformaron el cultivo mix-
to permitieron la identificación de los géneros
Pseudomonas, Neisseria, Moraxella
y
Acinetobacter.
Cinética de crecimiento y biodegradación
La curva de crecimiento del cultivo se realizó en el
mismo medio utilizado para el aislamiento. La determi-
nación de proteína total resultó un buen método de esti-
mación del crecimiento dada la heterogeneidad del culti-
vo. El coeficiente de correlación entre el contenido de
proteína y el peso seco de biomasa fue de 0.98. Del aná-
lisis de la fase de crecimiento exponencial del cultivo se
obtuvo un valor de velocidad específica de crecimiento
de 0.072/h y un tiempo de generación de 9.62 h. La ma-
yor parte del DDT disponible fue asimilado en las prime-
ras 40 horas y el crecimiento continuó hasta alrededor
de las 80 horas. La concentración de DDT en el testigo
sin inocular no varió durante el tiempo de incubación.
Estos resultados pueden observarse en la
figura 1.
Las muestras analizadas para la obtención de la cur-
va de biodegradación de DDT fueron tomadas del caldo
de cultivo libre de paquete celular, en el cual se determi-
nó un contenido de 40 ppm de DDT disponible al inicio
del cultivo.
Cuando la cinética de biodegradación se siguió, inclu-
yendo el paquete celular en las determinaciones, se en-
contró que 57% del DDT suministrado no fue asimilado
por el cultivo mixto (
Fig. 2
).
DDD y DDE que son productos de la degradación
de DDT también fueron degradados completamente du-
rante las primeras horas de cultivo (
Fig. 3).
DISCUSIÓN
Alexander (1981) y Grady (1985) sugirieron la con-
veniencia de buscar microorganismos degradadores en
sitios previamente expuestos al compuesto xenobiótico
de interés para tener mayor probabilidad de éxito en los
aislamientos. La evidencia durante la primera semana
de crecimiento del cultivo y haber seleccionado un sitio
de muestreo adecuado hacen que los resultados de este
trabajo concuerden con lo establecido por los autores
referidos. Aun cuando el DDT es difícil de degradar, la
exposición prolongada de microorganismos a éste pro-
voca que se genere una presión selectiva que permite la
selección de organismos degradadores, o bien el tiempo
en que los microorganismos presentes en el hábitat
muestreado estuvieron expuestos posiblemente les per-
mitió evolucionar hacia el desarrollo de enzimas en su
metabolismo capaces de actuar sobre él. Algunas de las
cepas que se lograron aislar e identificar ya han sido
reportadas como degradadoras de plaguicidas (Kobayashi
y Rittmann 1982, Cámara-Durán 1992, Kiyofumi
et al
.
1996, Karpouzas
et al
. 2000, Shimazu
et al.
2001)
La degradación de DDT por el cultivo mixto así como
el crecimiento se iniciaron sin una fase lag de inducción,
característica de un cultivo que al momento de inocularlo
está activo y en fase exponencial de crecimiento, lo cual
es conveniente cuando se expone la población celular a
un compuesto tóxico del medio (
Fig. 1
).
Tiempo (horas)
0
40
80
120
160
200
DDT residual
(%)
0
20
40
60
80
100
120
140
0
1
2
3
4
5
6
7
Fig. 1.
Degradación de DDT por un cultivo bacteriano mixto.
Crecimiento a 28 °C en sales minerales y 133 ppm de DDT
comercial como única fuente de carbono. DDT (•) se reporta
como porcentaje de la concentración de DDT inicial.
Crecimiento celular (
) se reporta como concentración de
proteína
en el paquete celular Testigo (
D
), medio sin inocular
BIODEGRADACIÓN DE DDT
73
La
figura 2
muestra que cuando se considera en las
muestras analizadas el paquete celular, solo el 43 % del
DDT es utilizado en el crecimiento y el restante 57 % no
queda disponible, debido probablemente a su baja
solubilidad en el medio acuoso. Otra posibilidad es que
el DDT se adsorba a las paredes de las células dificul-
tando su degradación; este comportamiento ya ha sido
reportado en el trabajo de Bumpus y Aust (1987), y el
mismo patrón de degradación ha sido indicado por Massé
et al.
(1989). También se ha propuesto que la interrup-
ción de la degradación pueda deberse a un fenómeno de
inhibición por acumulación de algún metabolito tóxico y/o
agotamiento de algún factor esencial para el crecimien-
to. Las condiciones bajo las cuales se obtuvieron los da-
tos mostrados en la
figura 2
sugieren que el DDT no-
disponible se encuentra asociado al paquete celular; la
adsorción de metabolitos a las paredes de los
microorganismos ya ha sido establecida como causa de
la indisponibilidad del sustrato (Juengst y Alexander 1976).
Según lo descrito por You
et al.
(1996) esta adsorción se
debe a la solubilización del DDT en los lípidos de la pa-
red celular mismos que se encuentran en mayor propor-
ción en los organismos Gram negativos. You
et al.
(1996)
también sugieren que los surfactantes podrían competir
con los lípidos del microorganismo por el DDT hacién-
dolo disponible para las reacciones de biotransformación.
El estudio del fenómeno de adsorción resulta potencial-
mente interesante debido a la gran contribución que sig-
nificaría en el proceso de separación del DDT.
La biodegradación de 43 % del DDT dosificado, la
cual se dio en 80 horas de cultivo resulta atractiva com-
parándola con los resultados obtenidos por Massé
et al.
(1989) quienes reportan degradación del 50 % del sustrato
en 9 días ó en 30 días como lo mencionan Bumpus y
Aust (1987) para un cultivo de hongos.
Algunos de los metabolitos del DDT como DDD y
DDE, fueron detectados como impurezas del DDT co-
mercial. Sin embargo, éstos fueron completamente de-
gradados por el cultivo, como se puede observar en la
figura 3
. Durante el tiempo que duró el crecimiento no
se detectó incremento de estos metabolitos en el medio
lo que hace suponer que si estos fueron formados du-
rante la degradación del DDT, el cultivo tuvo la capaci-
dad metabólica de degradarlos. Esto es importante ya
que se ha descrito que DDD y DDE resultan ser tam-
bién tóxicos y relativamente estables (Laws 1993, You
et al.
1996).
Durante la experimentación para evaluar la
biodegradación, el contenido de DDT en el testigo sin
inocular no varió demostrando que la degradación abiótica
no ocurrió. Aún cuando en la literatura existen eviden-
cias de degradación abiótica de DDT al parecer por re-
acciones fotoquímicas (Patil
et al.
1972, Juengst y
Alexander 1976), la degradación microbiana también es
señalada como la principal causa de degradación
(Pfander y Alexander 1972).
Muchos estudios han demostrado que poblaciones
mixtas de microorganismos pueden degradar DDT bajo
Tiempo (h)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
DDT residual (%)
0
20
40
60
80
100
120
Fig. 2. Degradación del DDT residual determinado en una suspen-
sión celular de un cultivo bacteriano mixto. Crecimiento a 28
°C en sales minerales y 133 ppm de DDT comercial. DDT
(•) se reporta como porcentaje del DDT inicial. Testigo (
D
),
medio sin inocular
Tiempo (h)
0
40
80
120
160
200
240
Concentración (%)
0
20
40
60
80
100
Fig. 3. Degradación de DDT (•), DDD (
) y DDE (
) por un
cultivo bacteriano mixto. Crecimiento a 28 °C en sales mine-
rales y 133 ppm de DDT comercial como única fuente de
carbono. Testigo (
D
), medio sin inocular
E. Carrillo-Pérez
et al.
74
condiciones anaeróbicas generando DDD como producto
de la desclorinación reductora del mismo, donde es re-
movido un cloro de la parte alifática de la molécula. Este
a su vez puede seguir degradándose bajo condiciones
reductoras y oxidantes hasta formar diclorobenzofenona.
Es más, algunos de los intermediarios pueden sufrir meta
fisión del anillo aromático habiéndose identificado ácido
p-clorofenilacético como producto final. Sin embargo, son
poco los estudios que demuestran la degradación
aeróbica de DDT el cual, bajo estas condiciones, forma
principalmente DDE.
CONCLUSIONES
Se aisló con relativa facilidad un cultivo bacteriano
mixto conformado por cepas autóctonas de los géneros
Pseudomonas, Neisseria, Moraxella
y
Acinetobacter,
con capacidad para degradar hasta 43 % del DDT
dosificado cuando creció bajo condiciones aeróbicas, a
28 ºC en un medio de sales minerales y 133 ppm de
DDT como única fuente de carbono. La degradación
ocurrió en un tiempo relativamente corto de 80 horas,
tiempo en el cual los metabolitos DDE y DDD presen-
tes en el medio o generados durante el proceso también
fueron degradados. Sin embargo el 57 % del sustrato no
fue metabolizado quedando asociado al paquete celular.
En este sentido, el empleo de sistemas biológicos
autóctonos se presenta como una alternativa para la
biorremediación de sitios contaminados con este tipo de
compuestos.
AGRADECIMIENTOS
Se agradece a la Secretaría de Educación Superior e
Investigación Científica (SESIC-SEP) el apoyó al pro-
yecto PROADU 2000-26-001-027 para la realización de
este estudio.
REFERENCIAS
Aislabie J., Davison A. D., Boul H. L., Franzmann P. D., Jardine
D. R. y Karuso P. (1999). Isolation of
Terrabacter
sp. strain
DDE-1, which metabolizes 1,1-dichloro-2,2-bis(4-
chlorophenyl)ethylene when induced with biphenyl. Appl.
Environ. Microbiol. 65, 5607-5611.
Alexander M. (1981) . Biodegradation of chemicals of
environmental concern. Science 211, 132-138.
Bumpus J.A. y Aust S.D. (1987). Biodegradation of DDT [1,1,1-
trichloro-2,2-bis(4-chlorophenyl) ethane] by the white rot
fungus
Phanerochaete chrysosporium
. Appl. Environ.
Microbiol. 53, 2001-2008
Cámara-Durán O. A. (1992). Biología molecular y metabolismo
de degradación de suelos contaminados con pesticidas.
ITSON-DIEP 1, 47-64.
Derache R. (1990
). Toxicología y seguridad de los alimentos
.
Ediciones Omega , Barcelona, pp. 269-270.
EPA (1984). EPA Method study 18 method 608-organochlo-
rine pesticides and PCBs, EPA 600/ 4-84-061, National Tech-
nical Information Service, PB84-211358, Springfield, Vir-
ginia 22161.
Foght J., April T., Biggar K. y Aislabie J. (2001). Bioremediation
of DDT-contaminated soils: a review. Bioremediation J. 5,
225-246.
García-Bañuelos M. L. y Meza-Montenegro M. M. (1991). Prin-
cipales vias de contaminación por plaguicidas en
neonatos-lactantes residentes en Pueblo Yaqui, Sonora,
México. ITSON-DIEP
1, 33-42.
Grady L. Jr. (1985). Biodegradation: its measurement and
microbiological basis. Biotechnol. Bioeng. 27, 660-674.
Herbert D.
. Phipps P.J. y Strange R.E. (1969). Chemical analysis
of microbial cells. En:
Methods in microbiology
(J.K. Norris
y L.W. Ribbons, Eds.). Academic Press, Nueva York, Vol.
5B, pp. 249-252.
Hunter-Cevera J.C., Fonda M.E. y Belt A. (1986). Isolation
cultures. En
: Manual of industrial microbiology and
biotechnology
. (A.L. Demain y N.A. Solomon, Eds.)
American Society for Microbiology, Washington, D.C.
pp. 3-23.
Juengst F.W. y Alexander M. (1976). Conversion of 1,1,1-
trichloro-2,2-bis(
p
-chlorophenyl)ethane (DDT) to water-
soluble products by microorganisms. J. Agric. Food Chem.
24, 111-115.
Karpouzas D. G., Morgan J. A. W. y Walker A. (2000). Isolation
and characterization of 23 carbofuran-degrading bacteria
from soils from distant geographical areas. Lett. Appl.
Microbiol. 31, 353-358.
Kiyofumi S., Tatsuo Y., Fumiko N. y Tatsuhiko O. (1996).
Biodegradation of cellulose acetate by
Neisseria sicca
.
Bios. Biotech. Biochem. 60, 1617-1622.
Kobayashi H. y Rittmann B.E. (1982). Microbial removal of
hazardous organic compounds. Environ. Sci. Technol. 16,
170A-182A.
Laws E.A. (1993).
Aquatic pollution: an introduction text.
Wiley FALTA CIUDAD, pp. 255-258.
Mac Faddin J.F. (1991
). Pruebas bioquímicas para la identi-
ficación de bacterias de importancia clínica
. Editorial
Médica Panamericana, México, D.F., pp. 247-258.
Mallete M.F. (1971). Evaluation of growth by physical and
chemical means. En:
Methods in microbiology
(J.K. Norris
y L.W. Ribbons, Eds.). Academic Press, Nueva York, Vol.
1, pp. 521-566.
Massé R., Lalanne D., Messier F. y Sylvestre M. (1989).
Characterization of new bacterial transformation products
of 1,1,1-Trichloro-2,2-bis-(4-chlorophenyl) ethane (DDT)
by gas chromatography / mass spectrometry. Biomed.
Environ. Mass Spectrom
.
18, 741-752.
Nadeau L. J., Menn F.-M., Breen A. y Sayler G. S. (1994).
BIODEGRADACIÓN DE DDT
75
Aerobic degradation of 1,1,1-trichloro-2,2-bis(4-
chlorophenyl)ethane (DDT) by
Alcaligenes eotrophus
A5.
Appl. Environ. Microbiol. 60, 51-55
Ortega-Ceseña J., Espinosa-Torres F. y López-Carrillo L. (1994).
El Control de los riesgos para la salud generados por los
plaguicidas organofosforados en México: retos ante el tra-
tado de libre comercio. Salud Pública de México. 36
,
1-15.
Ortiz-Hernández M.L., Sánchez-Salinas E., Vázquez-Duhalt
R. y Quintero-Ramírez R. (1997). Plaguicidas organo-
fosforados y ambiente. Biotecnologia 2, 129-151.
Park J.-H., Feng Y., Ji P., Voice T. C. y Boyd A. (2003).
Assessment of bioavailability of soil-sorbed atrazine. Appl.
Environ. Microbiol. 69, 3288-3298.
Patil K. C., Matsumura F. y Boush G.M. (1972). Metabolic
transformation of DDT, dieldrin, endrin by marine
microorganisms. Environ. Sci. Technol. 6, 629-632.
Pfander F.K. y Alexander M. (1972). Extensive microbial
degradation of DDT
in vitro
and DDT metabolism by na-
tural communities. J. Agric. Food Chem. 20, 842-846.
Shimazu M., Mulchandani A. y Chen W. (2001). Simultaneous
degradation oforganophosphorus pesticides and p-
nitrophenol by a genetically engineered
Moraxella
sp.
with surface-expressed organophosphorus hydrolase.
Biotech. Bioengin. 76, 318-324.
Stanlake G.J. y Finn R.K. (1982). Isolation and characterization
of a phentachlorophenol degrading bacterium. Appl.
Environ. Microbiol. 44, 1421-1427.
Wedemeyer G. (1967). Dechlorination of 1,1,1-Trichloro-2,2-
bis(
p
-chlorophenyl)ethane by
Aerobacter aerogenes.
I.
Metabolic products. Appl. Microbiol. 15, 569 –574.
You G., Sayles G.D., Kupferle M.J., Kim I.S. y Bishop P.L. (1996).
Anaerobic DDT biotransformation: enhancement by
application of surfactants and low oxidation reduction
potential. Chemosphere 32, 2269 - 2284.
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