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Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal
Rev. Int. Contam. Ambient. 26 (4) 327-335, 2010
MODELACIÓN DEL TIEMPO DE CONSERVACIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS DE AGUA
Roger Iván MÉNDEZ NOVELO, Liliana SAN PEDRO CEDILLO,
Elba René CASTILLO BORGES y Elizabeth VÁZQUEZ BORGES
Facultad de Ingeniería, Ingeniería Ambiental, Universidad Autónoma de Yucatán, Av. Industrias no Contaminantes
por Anillo Periférico Norte s/n. Tel. (999) 9300577 ext. 1069; Fax. (999) 9300559; e-mail mnovelo@uady.mx
(Recibido octubre 2009, aceptado junio 2010)
Palabras clave:
preservación de muestras, coliformes fecales, coliformes totales, enterococos, microorganismos
patógenos, bacterias
RESUMEN
Según los métodos analíticos convencionales, se debe mantener la temperatura por
debajo de 10 ºC para la preservación de muestras de agua para análisis microbiológi-
cos por un periodo máximo de 6 horas para aguas no potables y 30 horas para aguas
de consumo. Aunque explícitamente no se hace referencia de la carga orgánica, la
diferencia del tiempo de preservación puede estar relacionada. Es decir, muestras
con cargas orgánicas menores pueden preservarse por más tiempo que aquéllas con
cargas orgánicas mayores. Se analizaron muestras de agua con diferentes cargas
orgánicas; el análisis de los datos permitió desarrollar modelos para determinar las
UFC/100 mL de organismos indicadores (coliformes totales, coliformes fecales y
enterococos) en muestras de agua, en función de la DBO
5
. Las determinaciones se
hicieron entre 6 y 48 horas después de la toma de muestras. El tiempo de conservación
de muestras de agua con alta concentración de DBO
5
no es un factor determinante
para la estimación de UFC/100 mL de organismos indicadores (no existe diferencia
signi±cativa de coliformes totales, coliformes fecales ni de enterococos entre 0 y 48
horas). Para aguas con bajos valores de DBO
5
, existe diferencia signi±cativa entre
las UFC/100 mL de coliformes totales determinadas a 0 y 6 horas, lo que contradice
lo establecido en diversas normas analíticas. Con relación a coliformes fecales, estas
muestras pueden preservarse hasta 6 horas, pero a las 18 horas se presenta una dife-
rencia signi±cativa de los valores de UFC/100 mL. Para los enterococos, no existe
diferencia signi±cativa de 0 a 48 horas de preservación.
Key words: sample preservation, faecal coliforms, total coliforms, enterococcus, pathogen microorganisms,
bacteria
ABSTRACT
According to standard analytical methodologies, in order preserve water samples for
microbial determination, they must be maintained under 10 ºC for a maximum period
of 6 hours for non-drinking water and 30 hours for drinking water. Although there is
not an explicit reference to the water organic content, the difference between recom-
mended preservation times could be related with it. Therefore, water samples with low
organic content can be preserved for longer periods than those with a higher content.
R.I. Méndez Novelo
et al.
328
Several samples of water with different organic content (domestic wastewaters, from
slaughterhouses and poultry farms, and from shallow wells) were analyzed. Models
were developed in order to determine indicator organisms in CFU/100 mL (total and
faecal coliforms, and enterococcus) as a function of BOD
5
. The assessment was carried
out 6 to 48 hours after sampling. It was found that high BOD
5
concentration in water
is not a decisive factor when indicator organisms in CFU/100 mL are to be estimated
(there is not a signi±cant difference between total or faecal coliforms, neither between
enterococcus between 0 and 48 hours). Nevertheless, there is a signi±cant difference
between total coliforms in CFU/100 mL when determined at 0 and 6 hours. This con-
tradicts the established in several analytical methods. Samples for faecal coliforms
determination can be preserved up to 6 hours, but at 18 hours there is a signi±cant dif-
ference for results obtained in CFU/100 mL. For enterococcus, there is no signi±cant
difference in preservation between 0 and 48 hours.
INTRODUCCIÓN
La calidad microbiológica y ±sicoquímica del
agua es de vital importancia para la salud humana,
ya que puede provocar enfermedades y epidemias. La
cuidadosa toma de muestras y su conservación son
cruciales para obtener resultados ±dedignos, lo cual
se complica cuando la zona a muestrear está alejada
del laboratorio, pues será indispensable llevar el equi-
po necesario y realizar las siembras en directo. Aún
cuando no hay un método que permita preservar la in-
tegridad de las muestras, existen procedimientos para
su conservación (APHA 2005). Con estas técnicas se
pretende retardar los cambios producidos por agentes
químicos, físicos o biológicos, que inevitablemente
ocurren una vez que se ha tomado la muestra.
En el estudio microbiológico de aguas no potables
(fuentes de agua, corrientes contaminadas, agua para
uso recreacional o residuales), las muestras deben
mantenerse por debajo de 10 ºC durante el transporte,
sin exceder 6 horas entre la toma de la muestra y el
análisis. En agua de consumo, la muestra se man-
tendrá por debajo de 10 ºC durante el transporte y
hasta la realización del análisis, sin exceder 30 horas
(APHA 2005).
La DBO
5
puede estar relacionada con la manera
de preservar una muestra para análisis biológico: si
la materia orgánica disponible es alta, la curva de
crecimiento de células microbianas se encontrará en
etapa exponencial al tomar la muestra y mantenerla
a una temperatura adecuada; esto se debe a que la
velocidad de crecimiento estará in²uenciada por las
condiciones ambientales, así como por las caracterís-
ticas genéticas de los microorganismos. Por lo tanto,
dependiendo del tiempo transcurrido entre la toma de
muestras con elevadas concentraciones de DBO
5
y su
análisis,
es probable que el número de organismos
indicadores obtenidos sea más alto al momento de
la determinación. Inversamente, cuando la DBO
5
es
baja y se mantiene la temperatura adecuada, la deter-
minación del número de microorganismos puede ser
inferior: al consumir el poco sustrato disponible, las
células continúan vivas y metabólicamente activas,
pero pueden morir, por lo que el análisis de la muestra
con microorganismos en decaimiento no arrojaría el
resultado real.
Cuando se conserva una muestra bacteriológica,
se espera que el método usado conserve el número
de células microbianas sin dañar su metabolismo. Por
ello se mantiene una temperatura en la cual se retrasan
sus funciones metabólicas o incluso se detienen, sin
causarles la muerte.
El crecimiento se de±ne como un aumento en el
número de células microbianas de una población;
también puede medirse como un incremento de
la masa celular. La velocidad de crecimiento es el
cambio en el número de células experimentado por
unidad de tiempo. El intervalo para la formación de
dos células a partir de una supone una generación, y el
tiempo transcurrido para que esto ocurra se denomina
de generación. En un cultivo cerrado o en condiciones
de lote se pueden distinguir en una curva de creci-
miento las siguientes etapas: latencia, exponencial,
estacionaria y endógena o muerte (Madigan
et al.
2004). El tiempo de generación varía en función de
las condiciones del medio: se observa que al aumentar
la temperatura o el pH, se produce un aumento sig-
ni±cativo de este indicador (Beldarraín
et al.
2009).
La persistencia de microorganismos patógenos es
afectada por muchos factores, siendo la temperatura
el más importante. El decaimiento es usualmente más
rápido a altas temperaturas y puede ser incrementado
por los efectos de la radiación solar UV que actúa
sobre la super±cie del agua (WHO 2008).
Las bacterias necesitan alimento para su creci-
miento y desarrollo; reducir los nutrientes, por con-
TIEMPO DE CONSERVACIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS DE AGUA
329
siguiente, lo limita. El problema, sin embargo, radica
en que basta una cantidad mínima para alimentar
grandes comunidades microbianas. Teóricamente,
1 ppb de sustrato es sufciente para producir 9500
bacterias/L (Muñoz 2005).
La cantidad de microorganismos es Frecuentemen-
te usada como un indicador de contaminación en el
agua (Otabbong
et al.
2007), por lo que bacterias y
virus juegan un papel signifcativo en la determina-
ción de la calidad del agua (Nevecherya
et al
. 2005).
Actualmente, los procedimientos para el monitoreo
de la calidad del agua requieren una evaluación
microbiológica mediante el uso de organismos
indicadores, como son coliFormes totales o Fecales
(Cook y Bolster 2007). Los métodos microbiológicos
estándar usados para detectar bacterias en ambientes
acuáticos están basados en las cuentas de unidades
Formadoras de colonias (U±C), por lo que sólo se
permite la detección de bacterias capaces de dividirse
(Lleo
et al.
2005).
Las bacterias indicadoras de contaminación Fecal
–que incluyen a los coliFormes totales y Fecales y a
los enterococos– han sido usadas como herramientas
para el monitoreo de la calidad microbiológica del
agua y para la predicción de la presencia de bacterias,
virus y protozoos patógenos. Estos microorganismos
son de origen animal y su presencia en el agua puede
indicar contaminación Fecal y una posible asociación
con patógenos entéricos.
En la literatura se señala que los coliFormes son
microorganismos aerobios y anaerobios Facultativos,
bastones Gram negativos, no Formadores de esporas,
que Fermentan la lactosa a 37 ºC (coliFormes totales) y
producen gas. El grupo total de coliFormes incluye los
siguientes géneros de la Familia de las Enterobacteria-
ceae:
Citrobacter
,
Enterobacter
,
Escherichia
,
Hafnia
,
Klebisella
,
Serratia
y
Yersinia
. El género
Escherichia
es el más representativo de la contaminación Fecal.
Los coliFormes Fecales incluyen todos los coliFormes
de dicho origen y que pueden Fermentar la lactosa
o producir colonias a 45 ºC. Los enterococos son
cocos Gram positivos, catalasa negativa, inmóviles,
anaerobios Facultativos y no Forman endosporas ni
cápsulas. Entre las características fsiológicas que
distinguen al género
Enterococcus
se encuentra la
habilidad para crecer en presencia de 6.5 % de NaCl,
a 10 y 45 ºC y pH 9.6. Son capaces de hidrolizar la
esculina en presencia de 40 % de bilis y poseen la
enzima pyrrolidonyl arylamidasa. Entre las especies
de mayor importancia clínica destacan
E. faecalis
y
E. faecium
de 5 a 10 % de las cepas detectadas
(Suárez 2002).
De acuerdo con Savichtcheva y Okabe (2006),
existen numerosas limitaciones asociadas con la
aplicación de bacterias coliFormes totales, Fecales
y enterococos como indicadores de contaminación
Fecal, como es su escasa supervivencia en cuerpos
de agua y Fuentes no Fecales, su habilidad para mul-
tiplicarse después de su liberación en una columna
de agua, la debilidad a los procesos de desinFección,
la Falta de asociación para identifcar las Fuentes de
contaminación Fecal, bajos niveles de correlación con
la presencia de patógenos y baja sensibilidad de los
métodos de detección. Por esta razón se han utilizado
como indicadores alternativos los anaerobios Fecales
(
Bacteroides
spp
.
,
BiFdobacterum
spp
.
,
Clostridium
perfringens
), virus (coliFagos, Fago
B. fragilis
) y
componentes orgánicos Fecales (coprostanol).
Relación entre la DBO
5
y el crecimiento bacte-
riano.
Las características Físicas y químicas del
ambiente in²uyen en el crecimiento microbiano
(Gaudy y Gaudy 1981). El aumento de materia
orgánica promueve el desarrollo de bacterias que
consumen cantidades importantes de oxígeno (Pros-
peri 2004). Las muestras biológicas con densidad de
coliFormes relativamente baja, almacenadas por 24
horas a temperatura razonable, tendrán resultados
estadísticamente correlacionados con el grado de
contaminación existente en el punto de muestreo en
el momento de la recolección (McCarthy 1957). Sin
embargo, parece haber evidencia de que el número
de coliFormes decrece rápidamente durante el alma-
cenamiento de muestras, aún cuando se conserven a
temperaturas bajas. En estos reportes se indica que
el decremento del número de coliFormes se debe al
tiempo y la temperatura; sin embargo, la presencia
de ciertas sustancias químicas en el agua puede
ser también un Factor determinante. Las aguas que
reciben desechos industriales pueden contener con-
centraciones de metales sufcientes para reducir el
número de bacterias (Shipe y ±ields 1956).
Método de conservación.
De acuerdo con
Standard
methods
(APHA 2005), el estudio microbiológico
de muestras de agua no puras (Fuentes, corrientes
contaminadas, agua para uso recreacional o residua-
les) debe iniciarse después de realizada la toma de
muestra para evitar cambios imprevisibles; en caso de
ser necesaria su transportación, deberán mantenerse
por debajo de 10 ºC, durante
no más de seis horas.
Una vez en el laboratorio se procederá a su reFrige-
ración y procesamiento en las dos horas siguientes.
En aguas puras, la muestra se mantiene por debajo
de 10 ºC durante el transporte y hasta la realización
del análisis, no excediendo 30 horas.
R.I. Méndez Novelo
et al.
330
La mayoría de los factores físicos, químicos y
ambientales afectan la supervivencia de los orga-
nismos coliformes en muestras de agua conservadas
y hacen improbable que se establezcan los efectos
que el almacenamiento tiene sobre ellas (McCarthy
1957).
De acuerdo con MacLeod
et al.
(1967), el con-
gelamiento puede ser una alternativa para preservar
una muestra biológica de agua, aun cuando se corre
el riesgo de ocasionar un daño en la estructura celular
de algunos microorganismos. Así también, tempera-
turas de 5 (Unda y Salinas 2000) o 4 ºC (Dahling y
Wright 1984) pueden ser usadas en la preservación
de muestras hasta por 24 horas. En ocasiones, la
adición del agente quelante ácido tetra-acético eti-
lendiamida, EDTA (Shipe y Fields 1956), o peptona
(Straka y Stokes 1957) tiene la misma ±nalidad de
conservación.
Considerando todo lo anterior, el objetivo del
estudio fue desarrollar un modelo que permitiera
determinar el tiempo de conservación de muestras
biológicas de diferentes tipos de agua, a ±n de esti-
mar las unidades formadoras de colonias (UFC) de
coliformes totales (CT), coliformes fecales (CF) y
enterococos (EN) existentes. Asimismo, establecer
si existe relación entre la concentración de DBO
5
presente en el agua y el tiempo de conservación de
la muestra, lo que podría explicar las diferencias en
el conteo de células bacterianas a través del tiempo.
MATERIALES Y MÉTODOS
Selección de tipos de agua.
Se seleccionaron
muestras de distintos tipos de agua con diferentes
concentraciones de DBO
5
y de UFC/100 mL de
CT, CF y EN. La toma de muestras, el método de
conservación y los análisis para la determinación de
DBO
5
y UFC/100 mL de los organismos indicado-
res mediante el ±ltro de membrana, se realizaron de
acuerdo a
Standard methods for the examination of
water and wastewater
(APHA 2005). Los tipos de
agua analizados fueron de pozo, residual de rastro, re-
sidual doméstica y residual porcina. El agua de pozo
corresponde a una oquedad de aproximadamente 10
m de profundidad, ubicada en la Facultad de Ingenie-
ría de la Universidad Autónoma de Yucatán. El agua
de rastro y la cerdaza se obtuvieron en la Facultad
de Veterinaria perteneciente a la misma universidad.
El agua residual doméstica procede de la planta de
tratamiento de aguas Pensiones II, ubicada en la
colonia Residencial del Norte (Jardín Pensiones), en
la ciudad de Mérida, Yucatán.
Relación entre DBO
5
y el tiempo de conservación.
Se determinó por triplicado DBO
5
de las aguas
residuales porcinas y se realizaron las siguientes
diluciones: 10
–1
, 10
–2
, 10
–3
, 10
–4
, 10
–5
, 10
–6
y 10
–7
.
Para cada dilución se determinaron los valores de
UFC/100 mL de CT, CF y EN a diferentes tiempos
de conservación: 0, 6, 18, 24 y 48 horas.
Los resultados se analizaron mediante un modelo
multifactorial, donde las variables de respuesta fue-
ron UFC/100 mL de CT, CF y EN al tiempo t (CT
t
,
CF
t
, EN
t
); las fuentes de variación fueron la concen-
tración inicial de DBO
5
y el tiempo de conservación
de la muestra.
Y
ij
=
m
+
l
i
+
b
j
+
e
ij
(1)
Y
ij
= CT
t
, CF
t
o EN
t
m
= Media global
l
i
= Efecto que tiene el tiempo de conservación (h)
sobre la variable de respuesta
b
j
= Efecto que DBO
5
inicial tiene sobre CT
t
, CF
t
o EN
t
.
e
ijk
= Error aleatorio
Relación entre el tiempo de conservación y el tipo
de agua.
Se determinaron por triplicado la DBO
5
y
las UFC/100ml de CT, CF y EN de cada muestra
de agua (de pozo, residual doméstica, de rastro y
cerdaza) en los tiempos de conservación: 0, 6, 18,
24 y 48 horas.
Los resultados se analizaron mediante un modelo
de 2 vías de efectos ±jos, donde las variables respues-
ta fueron CT
t
, CF
t
ó EN
t
y las fuentes de variación
fueron el tipo de agua y el tiempo de conservación
de la muestra.
Y
ij
=
m
+
l
i
+
b
j
+
e
ij
(2)
Y
ij
= CT
t
, CF
t
o EN
t
m
= Media global
l
i
= Efecto que tiene el tiempo de conservación (h)
sobre la variable de respuesta
b
j
= Efecto que tiene el tipo de agua sobre CT
t
, CF
t
o EN
t
e
ij
= Error aleatorio
Modelación del tiempo de conservación de
muestras biológicas.
Dado que la concentración de
DBO
5
resultó signi±cativa, se ensayaron modelos
de regresión múltiple para estimar la concentración
de CT, CF y EN de la muestra original (al tiempo 0)
en función de DBO
5
de la concentración de CT, CF
y EN al tiempo t.
TIEMPO DE CONSERVACIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS DE AGUA
331
CUADRO II.
UFC/100 mL PROMEDIO DE CT, CF Y EN, ENCONTRADAS EN AGUA DE POZO, RASTRO,
RESIDUAL DOMÉSTICA Y CERDAZA, SEGÚN EL TIEMPO DE CONSERVACIÓN DE LA
MUESTRA
Tipo de agua
Tiempo de
conservación (h)
UFC/100 mL
CT
CF
EN
Pozo
0
4.6 x 10
6
3.5 x 10
5
1.8 x 10
4
6
1
x 10
3
1.0 x 10
4
2.3 x 10
4
18
1
x 10
3
1.0 x 10
3
1.3 x 10
3
24
1
x 10
3
1.0 x 10
3
1.6 x 10
4
48
1
x 10
3
1.0 x 10
3
1.3 x 10
4
Rastro
0
2.6 x 10
2
7.7 x 10
4
3.0 x 10
6
6
5.7 x 10
4
2.5 x 10
7
1.4 x 10
4
18
1.6 x 10
7
1.2 x 10
7
1.1 x 10
4
24
3.8 x 10
7
2.7 x 10
7
1.3 x 10
4
48
4.3 x 10
7
3.8 x 10
7
1.4 x 10
4
Residual doméstica
0
9.2 x 10
7
1.1 x 10
5
1.9 x 10
6
6
8.5 x 10
7
8.0 x 10
4
1.8 x 10
6
18
1.8 x 10
2
2.1 x 10
2
2.1 x 10
6
24
6.7 x 10
4
7.2 x 10
4
1.4 x 10
6
48
7.8 x 10
7
3.4 x 10
2
1.0 x 10
6
Cerdaza
0
1.0 x 10
5
2.2 x 10
2
1.1 x 10
7
6
1.0 x 10
6
7.5 x 10
2
2.6 x 10
7
18
7.5 x 10
2
3.4 x 10
5
4.3 x 10
7
24
4.6 x 10
5
4.1 x 10
5
1.5 x 10
7
48
2.9 x 10
5
7.0 x 10
8
1.4 x 10
7
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los resultados obtenidos en la determinación de
DBO
5
de cada tipo de agua se muestran en el
cuadro
I
. En el
cuadro II
se muestran los valores promedio
obtenidos de los análisis microbiológicos en cada tipo
de agua, de acuerdo con el tiempo de conservación
de las muestras.
De los análisis de varianza según la ecuación 1,
se concluyó que a DBO
5
sí es un factor que in±uye
en la determinación de microorganismos indicado-
res. Asimismo, se realizaron ensayos de regresión
múltiple para determinar los modelos que mejor se
ajusten a los resultados experimentales, los cuales se
muestran en el
cuadro III
.
En el
cuadro IV
se muestra el resultado del
análisis de varianza según la ecuación 2, donde se
observa que el tipo de agua es un factor signi²cativo
para estimar los CT
t
, CF
t
o EN
t
.
El comportamiento de los intervalos de la prue-
ba de diferencia signi²cativa mínima (DSM) de
la variable
respuesta CT
t
a través del tiempo se
aprecia en la
fgura 1
; el grá²co del agua de pozo
presenta un tiempo signi²cativamente diferente a los
demás, el cual corresponde a la hora 0 de análisis
microbiológico. A partir de la siguiente observación
del mismo grá²co (6 horas de conservación) ya no
se reportan UFC de CT. Esto indica que para que
la determinación en este tipo de agua sea válida, es
necesario realizarla al momento de tomar la mues-
tra, lo cual no concuerda con lo establecido en los
procedimientos analíticos estándar (APHA 2005).
Estas aguas se caracterizan por bajos niveles de
materia orgánica (DBO
5
promedio de 1 mg/L), por
lo que no se esperaba que hubiera un crecimiento
microbiano en ellas.
En el agua de rastro, los intervalos de con²anza
de la variable CT
t
correspondientes a las horas
18, 24 y 48 son diferentes al de la hora 0 debido
a que existe un ligero incremento en el número de
CT. No obstante, se pueden obtener estimaciones
CUADRO I.
CONCENTRACIONES DE DBO
5
PROMEDIO
DE LAS MUESTRAS DE AGUA ANALIZADAS
Tipo de agua
DBO
5
promedio
(mg/L)
Desv. estándar
Pozo
1
0.25
Residual de rastro
647
513.19
Residual doméstica
231
83.36
Cerdaza
7819
3255.18
n = 10
R.I. Méndez Novelo
et al.
332
Fig. 1.
Gráfco de intervalos de confanza de DSM para log(CT
t
) en cada tipo de agua, según el tiempo de conservación
16
12
8
4
–4
–8
0
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Agua de pozo
Log(UFC/100ml de CT)
33
23
13
–7
3
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Rastro
Log(UFC/100ml de CT)
32
22
12
–8
2
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
R. Doméstica
Log(UFC/100ml de CT)
28
18
8
–12
–2
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Cerdaza
Log(UFC/100ml de CT)
del número de CT utilizando el modelo estimado
correspondiente.
Para el agua residual doméstica, a las 18 horas
se presenta un decremento en las UFC de CT, me-
dia di±erente respecto a las de las horas 0 y 6; sin
embargo, a las 24 y 48 horas las cuentas son esta-
dísticamente iguales que las reportadas en los dos
primeros tiempos. En el agua residual porcina las
CUADRO III.
MODELOS OBTENIDOS DE LA REGRESIÓN MÚLTIPLE PARA CT
T
, CF
T
Y EN
T
Modelo
R
2
p-valor
Indicador
CT
i
= 216.24+28.56 log(
DBO
) – 0.00093 CT
t
82.82
0.0000
Coli±ormes totales
CF
i
= -5.43+1333.38 DBO – 0.00021 CF
t
99.33
0.0000
Coli±ormes ±ecales
EN
i
= -107.95+1334.04 DBO – 0.00289 EN
t
99.86
0.0000
Enterococos
CUADRO IV.
ANÁLISIS DE LA VARIANZA PARA LA VARIABLE RESPUESTA LOG(CT
T
, CF
T
Y EN
T
), SEGÚN EL TIPO DE
AGUA Y EL TIEMPO DE CONSERVACIÓN
Modelo
Fuente de variación
p-valor
Signifcado
LogCT
t
=μ+Tiempo+Tipo de agua+ε
Tiempo
0.4524
La variable respuesta Log(CT
t
) no se puede predecir en
±unción del tiempo
Tipo de agua
0.0008
La variable respuesta Log(CT
t
) se puede predecir en ±unción
del tipo de agua
LogCF
t
=μ+Tiempo+Tipo de agua+ε
Tiempo
0.8414
La variable respuesta Log(CF
t
) no se puede predecir en
±unción del tiempo
Tipo de agua
0.0000
La variable respuesta Log(CF
t
) se puede predecir en ±unción
del tiempo y del tipo de agua
LogEN
t
=μ+Tiempo+Tipo de agua+ε
Tiempo
0.5163
La variable respuesta Log(EN
t
) no se puede predecir en
±unción del tiempo
Tipo de agua
0.0001
La variable respuesta Log(EN
t
) se puede predecir en ±unción
del tiempo y del tipo de agua
TIEMPO DE CONSERVACIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS DE AGUA
333
Fig. 2.
Gráfco de intervalos de confanza de DSM para log(CF
t
) en cada tipo de agua, según el tiempo de conservación
16
11
6
1
–9
–14
–4
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Agua de pozo
Log(UFC/100ml de CF)
20
18
16
12
14
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Rastro
Log(UFC/100ml de CF)
30
20
10
–10
0
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
R. Doméstica
Log(UFC/100ml de CF)
38
28
18
8
–12
–2
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Cerdaza
Log(UFC/100ml de CF)
ciones de CF pueden conservarse hasta por 6 horas.
Los enterococos, por su naturaleza, sobreviven por
más tiempo en el agua, así que aun con muestras
conservadas durante 48 horas, las cuentas de EN
permanecerán constantes. En el caso del agua re-
sidual doméstica, las muestras pueden conservarse
hasta por 48 horas para el análisis microbiológico;
sin embargo, para la determinación de CT se debe
usar el modelo propuesto en el
cuadro III
, pues para
este tipo de microorganismos las cuentas pueden
variar respecto a UFC iniciales. En el agua residual
de rastro, las cuentas de CT incrementan a partir de
las 6 horas de conservación, por lo que para muestras
preservadas hasta por 48 horas se puede hacer uso
del modelo propuesto en el
cuadro III
; las UFC de
CF y EN permanecen iguales aún cuando la muestra
se conserve hasta por 48 horas. En el caso del agua
residual porcina, las muestras se pueden conservar
hasta por 48 horas, pero es recomendable utilizar los
modelos propuestos en el
cuadro III
para la deter-
minación de EN, ya que dicha cuenta varía respecto
a las UFC iniciales.
CONCLUSIONES
Los modelos para estimar UFC en ±unción del
medias de Log(CT
t
) son estadísticamente iguales en
todos los tiempos.
En la
fgura 2
se aprecia el comportamiento de
CF
t
de cada tipo de agua a través del tiempo, donde
el gráfco para el agua de pozo presenta cuentas
iguales en las horas 0 y 6; para las 18 horas los CF
decaen totalmente, lo que signifca que llegan a su
etapa endógena. Para las aguas de rastro, residual
doméstica y cerdaza, las medias son semejantes a
través del tiempo respecto a las UFC de CF a la
hora 0.
En la
fgura 3
se presentan los cuatro gráfcos de
DSM correspondientes a cada tipo de agua, donde se
analizan los intervalos de confanza de EN
t
en cada
tiempo de conservación. En los gráfcos del agua
de pozo, rastro y residual doméstica, los intervalos
correspondientes a los tiempos 6, 18, 24 y 48 horas
son iguales a los de la hora 0. En el agua residual
porcina se observa un incremento en las UFC/100
mL de EN a las 18 horas de conservación, lo que
di±erencia este intervalo respecto a los obtenidos a
las horas 0, 6, 24 y 48.
Finalmente en el
cuadro V
se observa que la
conservación de la muestra para el análisis de CT
de agua de pozo no es viable: de no ser analizadas
las muestras al momento de la toma, no se detectará
dicha comunidad microbiana. Para las determina-
R.I. Méndez Novelo
et al.
334
CUADRO V.
TIEMPO DE CONSERVACIÓN (h) DE MUESTRAS BIOLÓGICAS SEGÚN EL TIPO DE MICROOR-
GANISMO INDICADOR DE LAS AGUAS ANALIZADAS
Organismo
indicador
Tipo de agua
Pozo
(DBO
5
= 1 mg/L)
R. Doméstica
(DBO
5
= 231 mg/L)
Rastro
(DBO
5
= 647 mg/L)
Cerdaza
(DBO
5
= 7819 mg/L)
CT
0
48*
48*
48
CF
6
48
48
48
EN
48
48
48
48*
*El análisis se puede realizar con muestras conservadas hasta por 48 horas usando el modelo correspondiente propuesto en
el
cuadro III
tiempo de conservación de muestras de aguas para
pruebas biológicas son:
Coliformes totales (R
2
= 82.82 %):
CT
i
= 216.24+28.56 log(DBO) – 0.00093 CT
t
Coliformes fecales (R
2
= 99.33 %):
CF
i
= –5.43+1333.38 DBO – 0.00021 CF
t
Enterococos (R
2
= 99.86 %):
EN
i
= –107.95+1334.04 DBO – 0.00289 EN
t
Las muestras de agua cuya carga orgánica sea >
200 mg DBO
5
/L pueden ser preservadas hasta por
48 horas.
Para muestras con valores bajos de DBO
5
(< 200
mg DBO
5
/L), la preservación depende del tipo de
microorganismos: para CT, el análisis debe realizarse
en el momento de la toma de la muestra; para CF,
las muestras pueden conservarse hasta por 6 horas
y para EN, las muestras pueden preservarse hasta
por 48 horas.
Fig. 3.
Grá±co de intervalos de con±anza de DSM para log(EN
t
) en cada tipo de agua, según el tiempo de conservación
15
12
9
3
6
0
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Agua de pozo
Log(UFC/100ml de EN)
28
23
13
18
–2
3
8
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Rastro
Log(UFC/100ml de EN)
15
14.6
14.2
13.8
13.4
13
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
R. Doméstica
Log(UFC/100ml de EN)
19
18
17
15
16
0
6
18
24
48
Tiempo (h)
Cerdaza
Log(UFC/100ml de EN)
TIEMPO DE CONSERVACIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS DE AGUA
335
AGRADECIMIENTO
Al Fondo Mixto CONACyT-Gobierno del Estado
de Yucatán, por fnanciar el proyecto de investigación
(YUC-2005-CO4-21317) donde se generaron los
resultados presentados.
REFERENCIAS
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