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Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal
METODOLOGÍA EN LÍNEA PARA LA DETERMINACIÓN DE HIDROCARBUROS AROMÁTICOS
POLINUCLEARES EN AGUA AL NIVEL DE ULTRATRAZAS
Luz Elena VERA-ÁVILA, Edgar Arturo CÁZARES-IBÁÑEZ,
Rosario COVARRUBIAS-HERRERA y Evangelina CAMACHO-FRÍAS
Departamento de Química Analítica, Facultad de Química, Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad Univer-
sitaria, Coyoacán 04510 D.F., México
(Recibido agosto 2001, aceptado diciembre 2001)
Palabras clave: hidrocarburos aromáticos polinucleares, análisis de agua, preconcentración en línea
RESUMEN
Se desarrolló un método analítico para la determinación de los 16 hidrocarburos aromáticos
polinucleares (HAP) de la lista de contaminantes prioritarios de la EPA a niveles de concentra-
ción inferiores a las partes por billón (ppb) en agua. Los compuestos fueron extraídos y
preconcentrados en una pequeña precolumna empacada con un adsorbente de fase reversa.
Posteriormente, la precolumna se acopló en línea con una columna analítica de fase polimérica
C18 para la separación cromatográfica de los HAP por elución en gradiente y su detección dual
por UV (262 nm) y fluorescencia (excitación: 305-395 nm, emisión: 430-470 nm). Para un análisis
completo se requirieron dos muestras de 75 ml de la misma agua a las cuales se añadió 5% ó 25%
(v/v) de acetonitrilo antes de la etapa de extracción. Ambas muestras fueron posteriormente
procesadas de manera idéntica, cuantificando los HAP más ligeros en la de menor contenido de
disolvente orgánico y los HAP más pesados en la muestra complementaria. En el intervalo de
concentraciones estudiado las recuperaciones obtenidas fueron
88% con coeficientes de
variación
15%. Los límites de detección en muestras de agua grado reactivo fortificadas
estuvieron entre 1.5 y 75 partes por trillón (ppt), dependiendo del analito considerado. El análisis
de una muestra de agua de río permitió detectar la presencia de antraceno y fluoranteno a
concentraciones de 29 y 26 ppt, respectivamente.
Key words: polynuclear aromatic hydrocarbons, water analysis, on-line trace enrichment
ABSTRACT
An analytical method was developed for the determination of the 16 EPA priority pollutant
polynuclear aromatic hydrocarbons (PAH) at sub-ppb concentration levels in water. The com-
pounds were extracted and preconcentrated in a small precolumn packed with a reversed phase
adsorbent. Then, the precolumn was on-line coupled to a polymeric C18 analytical column for
the chromatographic PAH separation by gradient-elution and their dual UV (262 nm) and fluo-
rescence detection (excitation: 305-395 nm, emission: 430-470 nm). A complete analysis was
performed with two 75-ml samples of the same water, which were identically extracted and
processed after the addition of 5% or 25% (v/v) of acetonitrile. The lightest PAH were quanti-
tated in the sample with lowest organic solvent content and the heaviest ones in the comple-
mentary sample. Recoveries
88% with variation coefficients
15% were obtained for all PAH
with this method. The detection limits of the method in spiked reagent water samples were
comprised between 1.5 and 75 parts per trillion (ppt), depending on the solute. The analysis of
a river water sample indicated the presence of anthracene and fluoranthene at concentrations of
29 and 26 ppt, respectively.
Rev. Int. Contam. Ambient.
18
(1) 5-16, 2002
L.E. Vera-Ávila
et al.
6
INTRODUCCIÓN
Los hidrocarburos aromáticos polinucleares (HAP)
son contaminantes que se encuentran dispersos en el am-
biente y provienen tanto de fuentes naturales como de
diversas actividades humanas, en particular aquellas que
involucran procesos de combustión incompletos donde
las temperaturas sobrepasan los 700
°
C. Algunas fuen-
tes de contaminación típicas son las centrales térmicas,
los humos de combustión de los automóviles, los proce-
sos de refinado del aluminio y los derrames de combusti-
bles fósiles. Los HAP pueden clasificarse en dos grupos
con propiedades y efectos diferentes: los de bajo peso
molecular, con dos y tres anillos aromáticos, son menos
hidrofóbicos (log Kow, coeficiente de reparto octanol-
agua, entre 3 y 5) y presentan una alta toxicidad; los de
alto peso molecular son fuertemente hidrofóbicos (log
Kow > 5.5) y potencialmente mutagénicos y carcino-
génicos. A pesar de la baja solubilidad en agua de los
HAP, su presencia en este medio está fuertemente regu-
lada en la mayoría de los países debido a los riesgos po-
tenciales para la salud humana. Por ejemplo, en la Unión
Europea se ha establecido como norma que la suma
de la concentración de 6 HAP [fluoranteno,
benzo(b)fluoranteno, benzo(k)fluoranteno, benzo(a)pireno,
benzo(ghi)perileno e indeno (cd)pireno] en agua pota-
ble debe ser inferior a 0.2 ppb (
µ
g/l), con una concentra-
ción límite de 20 ppt (ng/l) para benzo(a)pireno. En el
caso de aguas superficiales usadas como fuente de abas-
tecimiento para agua potable, el límite establecido para
la suma de los 6 HAP es de 1 ppb. Estos límites se en-
cuentran muy por debajo de las capacidades de detec-
ción de la instrumentación actual, por lo que el desarrollo
de métodos de tratamiento de la muestra que permitan
obtener un concentrado analizable es uno de los cam-
pos de investigación más activos de la química analíti-
ca.
Los métodos tradicionales para la determinación en
agua de los 16 HAP incluidos en la lista de contaminan-
tes prioritarios de la EPA (Agencia de Protección Am-
biental de EUA), son variaciones del Método 610
(USEPA 1984). Todos ellos se basan en la extracción
líquido-líquido (ELL) de la muestra acuosa, seguida por
evaporación del extracto orgánico, reconstitución y aná-
lisis por cromatografía de gases (CG) con detector de
ionización de flama o espectrómetro de masas, o bien
por cromatografía de líquidos (CL) con detector UV o
de fluorescencia. Estos métodos son muy largos, minu-
ciosos e implican una continua manipulación de la mues-
tra, lo que se traduce en altos riesgos de pérdida de
analitos durante el procedimiento. Además, presentan la
desventaja de requerir volúmenes relativamente grandes
de disolventes orgánicos tóxicos, particularmente
disolventes clorados, con el consiguiente problema de
generación de desechos.
Actualmente, la extracción en fase sólida (EFS) en
sus diversas modalidades se ha convertido en la alterna-
tiva de elección para la preparación de muestras am-
bientales. La EFS fuera de línea se ha empleado para
aislar y concentrar los HAP de diversas matrices acuo-
sas, utilizando adsorbentes de fase reversa C18 deposi-
tados en discos o en membranas (Hodgeson 1990, Michor
et al
. 1996, Carrera
et al
. 1998) o en cartuchos
desechables (Fladung 1995, Messer y Taylor 1995, Kiss
et al
. 1996). Aunque esta técnica representa un avance
con respecto a la ELL, aún tiene el inconveniente de
requerir volúmenes de muestra relativamente grandes
(superiores a 250 ml) y pasos de evaporación del disol-
vente de elución, para obtener un extracto suficiente-
mente concentrado que permita determinar los HAP a
los niveles que exigen las normas de calidad del agua.
Esto implica que los tiempos de preparación de muestra
son todavía largos (> 100 min) y persisten los riesgos de
pérdida de analitos durante las etapas de elución y eva-
poración. También se han publicado varios métodos para
HAP basados en la EFS en línea (Brouwer
et al
. 1994,
Vera-Ávila y Covarrubias 1994, Lai y White 1995). En
este caso, una pequeña precolumna empacada con el
adsorbente es cargada con la muestra y luego se eluye
en línea con la columna analítica de un sistema de CL.
De esta manera, las etapas de preparación de muestra y
análisis se acoplan, conduciendo a resultados más exac-
tos y precisos y a muy altas sensibilidades con volúme-
nes de muestra más pequeños. Recientemente, se ha
descrito el uso de los inmunoadsorbentes para la EFS de
HAP, en línea o fuera de línea (Cichna
et al
. 1997,
Bouzige
et
al
. 1999). Estos adsorbentes están constitui-
dos por anticuerpos específicos contra algún HAP,
inmovilizados en un soporte sólido. Su principal ventaja
es la altísima selectividad que presentan respecto al com-
puesto que les dio origen; sin embargo, estos materiales
todavía se encuentran en fase experimental y no han sido
muy comercializados. Otra modalidad de la EFS que ha
sido empleada en la determinación de HAP es la
microextracción en fase sólida (MEFS) (Liu
et al
. 1997,
Negrao y Alpendurada 1998, Doong
et al
. 2000), en la
cual los analitos se adsorben sobre una microfibra que
recubre la punta de la aguja de una jeringa, sumergida en
la muestra acuosa o colocada en el vapor sobrenadante
de ésta. El análisis se realiza por CG ó CL introduciendo
la jeringa en el inyector, donde los HAP son desorbidos
de la fibra por la temperatura o la fase móvil, respectiva-
mente, y son enviados a la columna para su separación y
análisis. Esta técnica de preparación de muestra es su-
mamente sencilla pero la sensibilidad obtenida es menor
que en las otras modalidades de EFS y presenta mayor
inexactitud en la cuantificación de los analitos.
Independientemente del adsorbente o la modalidad de
EFS usada para concentrar los HAP de la muestra, el
principal problema que presentan estos compuestos es
DETERMINACIÓN DE HAP EN AGUA
7
su fuerte tendencia a adsorberse sobre la superficie de
cualquier material que se encuentre en contacto con sus
disoluciones acuosas. Esta tendencia es tanto más inten-
sa cuanto más hidrofóbico es el compuesto, por ello las
pérdidas mayores por adsorción en filtros y recipientes
se presentan en los HAP más pesados. Para atenuar
este problema, en varios trabajos se ha buscado aumen-
tar la solubilidad de los HAP en el agua por adición de un
disolvente orgánico o de un surfactante no iónico a con-
centración superior a su concentración micelar crítica.
Sin embargo, el modificador orgánico afecta el proceso
subsecuente de EFS, por lo que se requiere una cuidado-
sa optimización y control de su concentración en la mues-
tra a extraer para obtener recuperaciones aceptables de
todos los analitos, independientemente de su hidrofobi-
cidad. En general, estos problemas han llevado a mayo-
res complicaciones de los procedimientos y del montaje
experimental utilizado en el método.
En un trabajo previo (Vera-Ávila y Covarrubias
1994) se ha propuesto un sistema de EFS en línea en
dos etapas, para la determinación de 10 HAP en agua,
logrando buenas recuperaciones para todos ellos. El
objetivo del presente estudio fue optimizar el sistema
antes propuesto para obtener un método exacto, preci-
so y robusto que permitiera determinar los 16 HAP de
la lista de contaminantes prioritarios en concentracio-
nes inferiores a la ppb y mostrar su aplicabilidad en
diversas muestras de agua.
MATERIALES Y MÉTODOS
Equipo
La
figura 1
muestra el diagrama del arreglo experi-
mental utilizado, que está compuesto por dos secciones
unidas mediante una válvula de conmutación Rheodyne
7000 (Vc, en la
Fig. 1
). La sección de análisis está
constituida por un sistema de bombeo Varian Modelo
5000 (P
1
) con capacidad para gradiente de elución
binario, un inyector manual Rheodyne 7125 (i) con un
rizo de 24.7
µ
l calibrado
in situ
(Vera-Ávila y
Covarrubias 1994), una columna analítica (C) y dos
detectores en serie: un UV de longitud de onda variable
de Thermo Separations Modelo 3200 (UV) operado a
262 nm y un detector de fluorescencia de filtros Gilson
Modelo 121 (F) con filtro de excitación de 305-395 nm
y filtro de emisión de 430-470 nm; cada detector está
conectado a un integrador/graficador Hewlett-Packard
3396 Serie II (I/G). La sección de preparación de mues-
tra, intercalada entre el inyector y la columna analítica,
consta de una bomba isocrática Beckman 210 A (P
2
),
una válvula de purga (Vp) y la precolumna de extrac-
ción y concentración (Pc) colocada en la posición co-
rrespondiente al rizo de la válvula de conmutación. Con
el fin de eliminar posibles pérdidas de HAP por adsorción
en las tuberías de la bomba P
2
, ésta fue modificada
reemplazando el tubo de entrada de Teflon® por un tubo
de acero inoxidable (1/8 “ D.E.).
Columnas y fases móviles
La precolumna de acero inoxidable (20 x 2 mm D.I.)
de Upchurch Scientific fue empacada en el laboratorio a
210 bar, con una suspensión de la fase reversa Spherisorb
ODS-2 de 5
µ
m (Phase Separations) en una mezcla
tetracloruro de carbono – etanol 50:50 (v/v), utilizando
un sistema para empacado de columnas Haskel Modelo
29426. La columna analítica (125 x 3.2 mm D.I.)
Envirosep-pp de Phenomenex, empacada con una fase
reversa polimérica C18 de 5
µ
m, fue adquirida comer-
cialmente. La separación cromatográfica de los analitos
se realizó a un flujo de 0.5 ml/min mediante un gradiente
de elución binario. Las fases móviles débil (fase A) y
fuerte (fase B) fueron acetonitrilo–agua 10:90 (v/v) y
acetonitrilo puro, respectivamente. El programa de
gradiente empleado fue: fase B, 0 min = 25 %, 8 min =
25 %, 10 min = 50 %, 14 min = 50 %, 28 min = 100 % y
50 min = 100 %.
Disolventes, reactivos y disoluciones
El acetonitrilo fue grado HPLC de Prolabo. El agua
empleada para la preparación de fases móviles y de mues-
tras sintéticas fortificadas fue grado reactivo, tipo I, ob-
tenida de un desionizador Nanopure de Barnstead
Thermolyne. Los 16 HAP, cuyos nombres y abreviatu-
ras se muestran en la
tabla I
, fueron adquiridos de Chem
Vp
P
2
Pc
Vc
P
1
I
G
I
G
F
C
UV
Fig. 1.
Diagrama del montaje experimental. P
1
: cromatógrafo para
gradiente binario,
P
2
: bomba isocrática, Vc: válvula de
conmutación, Vp: válvula de purga, i: inyector, Pc: precolumna,
C: columna analítica, I/G: integrador-graficador, UV: detector
ultravioleta-visible, F: detector de fluorescencia
L.E. Vera-Ávila
et al.
8
Service con una pureza certificada mínima de 97 %, ex-
cepto el acenaftileno (especificación del proveedor: 89 %
Acenaftileno y 11 % acenafteno). Se prepararon disolu-
ciones patrón individuales a concentración entre 100 y
200 partes por millón (ppm, mg/l) para cada HAP, pesan-
do la cantidad adecuada y disolviéndola en acetonitrilo.
Las mezclas estándar de trabajo se prepararon también
en acetonitrilo a partir de las disoluciones patrón. Estas
mezclas se utilizaron para fortificar las muestras de agua
y también en inyección directa, como referencia para
calcular la recuperación de los solutos en las muestras
analizadas.
Mediante pruebas preliminares, con disoluciones indi-
viduales de los HAP inyectadas en el cromatógrafo, se
determinó el orden de elución de los compuestos y el
modo de detección a utilizar para cada uno de ellos (
Ta-
bla I
). Los HAP detectados con alta sensibilidad por
fluorescencia (ANT, FLT, B(a)P, B(b)F, B(k)F, DBA,
B(ghi)P e I(cd)P) también dieron respuesta en el UV a
262 nm, pero con mucho menor intensidad. Por el con-
trario, el conjunto constituido por NAF, ACE, ACI, FLU,
FEN y CRI no dio ninguna señal en el detector de fluo-
rescencia con los filtros de excitación y emisión usa-
dos. El PIR y el B(a)A dieron respuestas parecidas en
ambos detectores; sin embargo, para B(a)A se optó por
la detección en fluorescencia debido a que eluye muy
cercano al CRI, el cual no interfiere en este modo de
detección, en cambio para PIR se eligió la detección
UV por la menor interferencia del pico vecino, FLT,
cuya señal en UV fue muy pequeña. Por otra parte, en
estos ensayos se observó que las diferencias de res-
puesta para una misma concentración, entre los HAP
detectados por fluorescencia y los detectados por UV,
fueron en general muy grandes e incluso dentro del gru-
po de compuestos reconocidos por un mismo detector,
las respuestas fueron considerablemente diferentes. Para
evitar problemas de saturación de los detectores, las mez-
clas estándar de trabajo fueron preparadas ajustando
apropiadamente la concentración de cada HAP de acuer-
do con su modo de detección y su respuesta relativa en
ese detector.
Operaciones fuera de línea
El método propuesto fue diseñado considerando que
las muestras se colectan en frascos de vidrio ámbar con
capacidad de 75 ml, los cuales se llenan hasta el inicio de
la rosca con el agua a analizar. Esto significa que el volu-
men de muestra podría variar entre 73 y 77 ml, aproxi-
madamente; sin embargo, el protocolo desarrollado pue-
de aceptar estas variaciones sin requerir de ninguna mo-
dificación. No obstante, para la cuantificación de los
analitos se necesita conocer el volumen exacto de mues-
tra por lo que deberá marcarse el nivel del líquido en el
frasco para determinar posteriormente dicho volumen.
Para un análisis completo se requieren dos frascos
con la misma muestra. En efecto, debido a la gran dife-
rencia de hidrofobicidad entre los 16 HAP, éstos se divi-
dieron para su análisis en dos grupos, el de los HAP lige-
ros y el de los HAP pesados (tal como se indica en la
Tabla I
), y se diseñaron condiciones diferentes para el
tratamiento de cada grupo. El procedimiento optimizado
para la preparación previa de la muestra (fuera de línea)
es el siguiente:
1. En un sistema de filtración (Millipore, Modelo OM027)
con una membrana de Nylon 66 de poro 0.4
µ
m, filtrar
la muestra ayudándose de una varilla de vidrio y usan-
do un vacío suave. Recibir el filtrado en un matraz
Kitazato de vidrio de 125 ml. Antes de usarse, la mem-
Orden*
Compuesto
Abreviatura
Clasificación
Detección**
1
Naftaleno
NAF
HAP ligero
UV
2
Acenafteno
ACE
HAP ligero
UV
3
Acenaftileno
ACI
HAP ligero
UV
4
Fluoreno
FLU
HAP ligero
UV
5
Fenantreno
FEN
HAP ligero***
UV
6
Antraceno
ANT
HAP ligero***
F
7
Fluoranteno
FLT
HAP ligero***
F
8
Pireno
PIR
HAP ligero***
UV
9
Benzo(a)antraceno
B(a)A
HAP pesado
F
10
Criseno
CRI
HAP pesado
UV
11
Benzo(a)pireno
B(a)P
HAP pesado
F
12
Benzo(b)fluoranteno
B(b)F
HAP pesado
F
13
Benzo(k)fluoranteno
B(k)F
HAP pesado
F
14
Dibenzo(ah)antraceno
DBA
HAP pesado
F
15
Benzo(ghi)perileno
B(ghi)P
HAP pesado
F
16
Indeno(cd)pireno
I(cd)P
HAP pesado
F
TABLA I.
CLASIFICACIÓN Y DETECCIÓN DE LOS HAP
*Orden de elución en el cromatograma. ** UV a 262 nm; F=fluorescencia, excitación: 305-395 nm, emi-
sión: 430-470 nm. ***Compuestos frontera
DETERMINACIÓN DE HAP EN AGUA
9
brana de nylon debe ser acondicionada para lo cual se
sumerge por 1 a 2 horas en acetonitrilo, luego se colo-
ca en el embudo de filtración y se lava con acetonitrilo
fresco y agua grado reactivo, desechando estos
disolventes.
2. Para los HAP ligeros, una vez filtrada la muestra agre-
gar 5 ml de acetonitrilo al frasco de muestreo, tapar y
agitar vigorosamente. Pasar este disolvente por la mis-
ma membrana de nylon y recogerlo en el mismo ma-
traz que la muestra. Repetir esta operación con 20 ml
de agua grado reactivo. El volumen final de líquido en
el matraz Kitazato será de
100 ml (volumen inicial de
muestra + 25 ml).
3. Para los HAP pesados, agregar 5 x 5 ml de acetonitrilo
al frasco de muestreo, tapar y agitar vigorosamente a
cada vez. Pasar cada porción por la misma membra-
na y recogerla en el mismo matraz que la muestra. El
volumen final en el matraz será de
100 ml.
4. Retirar el matraz del sistema de filtración, taparlo con
papel aluminio y agitar suavemente para homogenei-
zar la mezcla. El matraz con la muestra filtrada y el o
los disolventes añadidos se emplea directamente como
reservorio de la bomba P
2
en los pasos 5 y 6 de las
operaciones en línea descritas posteriormente.
Operaciones en línea
Una vez preparada la disolución de carga, se procede
a realizar en línea la extracción, preconcentración y aná-
lisis de los HAP utilizando el arreglo experimental de la
figura 1
. Las soluciones empleadas en la bomba P
2
du-
rante el procedimiento son:
a. disolvente de regeneración: acetonitrilo.
b. disolución de acondicionamiento: mezcla acetonitrilo
–agua 5:95 (v/v) en el ensayo de HAP ligeros o 25:75
(v/v) en el de HAP pesados.
c. disolución de carga: la muestra filtrada y preparada
para HAP ligeros o para HAP pesados.
d. disolvente de enjuague: agua grado reactivo.
En la bomba P
1
sólo se utilizan las fases móviles A y
B. La fase móvil inicial, empleada para equilibrar el sis-
tema, está constituida por fase A 75 % y fase B 25 % (v/
v); el programa del gradiente de elución para la separa-
ción de los HAP fue descrito anteriormente. La
tabla II
muestra los tiempos y condiciones experimentales usa-
dos en cada paso de las operaciones en línea descritas a
continuación.
1. Mediante la bomba P
1
, enviar la fase móvil inicial
hacia la columna analítica para equilibrarla. Simultá-
neamente, llenar las líneas de la bomba P
2
con el
disolvente de regeneración.
2. Regenerar la precolumna.
3. Llenar las líneas de la bomba P
2
con el disolvente de
acondicionamiento.
4. Acondicionar la precolumna.
5. Llenar las líneas de la bomba P
2
con la disolución de
carga.
6. Cargar la precolumna con 25 ml exactos de esta di-
solución.
7. Llenar las líneas de la bomba P
2
con la disolución de
enjuague.
8. Enjuagar la precolumna.
9. Rotar la válvula de conmutación y correr el progra-
ma de gradiente en la bomba P
1
para analizar la mues-
tra.
10. Con la bomba P
1
, enviar la fase móvil inicial para
equilibrar la precolumna y la columna analítica aco-
pladas en línea. Cargar el rizo del inyector con la
mezcla estándar de HAP que se utilizará como refe-
Tiempo Paso
Válvulas
P
1
P
2
Flujo
Flujo
(min)
Vp
Vc
i
(ml/min)
fase móvil
(ml/min)
disolución
0.0
1
A
L
L/I
0.5
inicial
5.0
a
1.0
2
C
L
L/I
0.5
inicial
2.0
a
6.0
3
A
L
L/I
0.5
inicial
5.0
b
7.0
4
C
L
L/I
0.5
inicial
2.0
b
17.0
5
A
L
L/I
0.5
inicial
5.0
c
19.0
6
C
L
L/I
0.5
inicial
2.0
c
31.5
7
A
L
L/I
0.5
inicial
5.0
d
32.5
8
C
L
L/I
0.5
inicial
0.5
d
33.5
9
A/C
I
L/I
0.5
gradiente
0.0
-
83.5
10
A/C
I
L
0.5
inicial
0.0
-
113.5
11
A/C
I
I
0.5
gradiente
0.0
-
163.5
Repetir pasos 1-9 para el análisis de la carga complementaria
247.0
Fin o nuevo ciclo para análisis de otra muestra
TABLA II.
TIEMPOS Y CONDICIONES DEL PROCEDIMIENTO EN LÍNEA
P
1
: bomba binaria, P
2
: bomba isocrática, Vp: válvula de purga, Vc: válvula de conmutación, i: inyector,
A: abierta, C: cerrada, L: posición de carga, I: posición de inyección, a: disolvente de regeneración, b:
disolución de acondicionamiento, c: disolución de carga, d: disolvente de enjuague
L.E. Vera-Ávila
et al.
10
rencia para la cuantificación.
11. Rotar la válvula de inyección y correr el programa
de gradiente en la bomba P
1
para analizar el estándar.
Repetir los pasos 1-9, usando en los pasos 5 y 6 la
muestra complementaria; es decir, si inicialmente se car-
gó la muestra preparada para HAP ligeros, cargar ahora
la muestra para HAP pesados o viceversa.
En los pasos 3, 5 y 7, la bomba P
2
debe pararse mo-
mentáneamente para transferir el tubo de entrada a la
siguiente disolución a emplear; posteriormente, se abre
la válvula de purga y se arranca la bomba P
2
para llenar
las tuberías con la nueva disolución a un flujo rápido. El
estándar inyectado y analizado en los pasos 10 y 11 sirve
como referencia tanto para el análisis de la muestra pre-
parada para HAP ligeros como para la de HAP pesados.
Según se observa en la
tabla II
, el tiempo total para
un análisis completo (HAP ligeros, HAP pesados y
estándar inyectado) es de aproximadamente 4 horas. Sin
embargo, la EFS de las dos muestras HAP ligeros y HAP
pesados, sólo requiere 67 min en total y este proceso se
realiza mientras se equilibra la columna analítica a las
condiciones iniciales para la siguiente corrida
cromatográfica (entre el paso 1 y 8). Así, en este proce-
dimiento en línea, el tiempo de análisis está determinado
exclusivamente por las corridas cromatográficas y su
respectivo equilibrio de columna. Es interesante mencio-
nar que todo el conjunto de operaciones en línea puede
ser automatizado para análisis de rutina; en este caso, la
tabla II
permite programar las diferentes actividades en
el sistema electrónico de comando. En el comercio exis-
ten diversos sistemas para la automatización de la EFS.
El protocolo presentado lleva incluido un paso de re-
generación de la precolumna antes de cada análisis. Así
mismo, la columna analítica es regenerada en cada corri-
da por la fase móvil fuerte que circula a través de ella al
final del gradiente. De esta manera se eliminan práctica-
mente todos los riesgos de contaminación cruzada en
análisis secuenciales de muestras.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Optimización de las condiciones experimentales
Los 16 HAP en estudio son un grupo de compuestos
difíciles de separar tanto por cromatografía de gases como
por cromatografía de líquidos, aunque se considera que
esta última técnica es una mejor opción (Bouzige
et al
.
1999). La columna Envirosep-pp, utilizada en este traba-
jo, está especialmente diseñada para la separación de
HAP y con el gradiente propuesto permite lograr una
resolución adecuada de los 16 compuestos, como se
muestra en la
figura 2
. El cromatograma fue obtenido
por inyección de una mezcla estándar a concentraciones
relativamente elevadas de los HAP, condición en la cual
los 16 compuestos se alcanzan a detectar por UV a 262
nm. Sin embargo, combinando la detección por UV y por
fluorescencia es posible alcanzar límites de detección en
inyección directa muy bajos para todos los solutos (entre
1 y 50 ppb, dependiendo del soluto considerado).
Uno de los principales problemas cuando se trabaja
con compuestos muy hidrofóbicos como los HAP, es su
fuerte tendencia a escapar de la disolución acuosa,
adsorbiéndose sobre la superficie de cualquier material
que esté en contacto con ella. Para recuperar los analitos
adsorbidos, es necesario incluir en el protocolo operacio-
nes de enjuagado del frasco de muestreo y de la mem-
brana de filtración con un disolvente orgánico, el cual se
agrega posteriormente a la muestra a analizar. El volu-
men de este disolvente debe ser lo más pequeño posible
para no afectar significativamente las operaciones
subsecuentes de extracción y análisis, ya que la reten-
ción de los analitos en las precolumnas de fase reversa
utilizadas para la EFS disminuye a medida que aumenta
el contenido de disolvente orgánico en la muestra acuo-
sa. En el caso de los HAP estudiados el problema radica
Fig. 2.
Cromatograma UV obtenido de la inyección de una mezcla
estándar de HAP . Solutos-concentración: (1) NAF-1609 ppb,
(2) ACE-950 ppb, (3) ACI-1826 ppb, (4) FLU-341 ppb, (5)
FEN-555 ppb, (6) ANT-186 ppb, (7) FLT-149 ppb, (8)
PIR-182 ppb, (9) B(a)A-333 ppb, (10) CRI-421 ppb, (11)
B(a)P-86.4 ppb, (12) B(b)F-107 ppb, (13) B(k)F-83.2 ppb,
(14) DBA-1049 ppb, (15) B(ghi)P-86.4 ppb y (16) In(cd)P-
86.4 ppb
DETERMINACIÓN DE HAP EN AGUA
11
en que, si se utiliza un cantidad muy pequeña de disol-
vente orgánico para enjuagar el material, los compuestos
más voluminosos no alcanzan a desorberse completa-
mente, comprometiendo la exactitud y precisión del mé-
todo; por el contrario, si la muestra contiene una mayor
proporción de disolvente orgánico, entonces es necesa-
rio reducir drásticamente el volumen de carga en la
precolumna para evitar la fuga de los analitos más lige-
ros, lo que compromete la sensibilidad del método. Ante
esta disyuntiva, se optó por dividir a los 16 HAP en dos
grupos: el de los HAP ligeros, que pudieron recuperarse
convenientemente usando sólo 5 ml de acetonitrilo para
el enjuague, y el de los HAP pesados, que requirieron
hasta 25 ml de este disolvente para desorberse de los
recipientes y filtros y permanecer en la fase líquida.
Algunos compuestos como FEN, ANT, FLT y PIR,
que fueron clasificados y tratados como HAP ligeros, de
hecho son compuestos frontera pues se comprobó que
también se recuperan aceptablemente si se tratan según
el procedimiento para HAP pesados.
Para optimizar las condiciones de EFS se prepararon
muestras de agua grado reactivo con un contenido de
5% o 25% de acetonitrilo y se fortificaron
con una mez-
cla estándar de HAP. Usando el montaje de la
figura 1
y
el procedimiento descrito en la parte experimental para
las operaciones en línea, se cargaron en la precolumna
volúmenes crecientes de las muestras (10, 25 y 50 ml) y
para cada volumen se determinó la recuperación de los
analitos. Las concentraciones de HAP en las muestras
fortificadas
fueron ajustadas de modo que, para los dife-
rentes volúmenes ensayados, la cantidad teóricamente
cargada de cada soluto en la precolumna fuera constan-
te. Las ecuaciones utilizadas para calcular el porcentaje
de recuperación (% R) fueron:
Q
m
= (A
m
x Q
s
) / A
s
(1)
% R = (Q
m
x 100) / Q
t
(2)
donde para cada HAP, A
m
es el área del pico del soluto
en el cromatograma de la muestra analizada, A
s
es el
área del pico del mismo soluto en el cromatograma del
estándar inyectado, Q
m
es la cantidad recuperada de soluto
en la muestra analizada, Q
t
es la cantidad de soluto teó-
ricamente cargada en la precolumna (concentración del
soluto en la disolución de carga x volumen cargado) y Q
s
es la cantidad de soluto inyectada (concentración del
soluto en el estándar x volumen del rizo del inyector). En
los experimentos con 10 y 25 ml de muestra cargados, se
recuperaron totalmente los HAP ligeros (en la muestra
con 5 % de acetonitrilo) y los HAP pesados (en la mues-
tra con 25 % de acetonitrilo). Por el contrario, con 50 ml
de carga, la recuperación de los solutos, en particular los
primeros de cada grupo, disminuyó drásticamente. Así,
en la muestra con 5 % de acetonitrilo, la recuperación de
NAF fue de 63 % y en la muestra con 25 % del mismo
disolvente, la recuperación de B(a)A fue de 60 %. Por lo
tanto, se concluyó que un volumen de carga de 25 ml era
el más apropiado para una recuperación óptima y una
buena sensibilidad del método.
Certificación del método analítico
Los resultados de la evaluación del método desarro-
llado se resumen en las
tablas III, IV
y
V
. El estudio de
linealidad y exactitud multinivel del método se realizó con
muestras de agua grado reactivo fortificadas con los 16
Compuesto
n
Ordenada (ng)
Pendiente
Intervalo (ppb)
AF
5
0.8 ± 1.8
0.92 ±
0.07
0.161 - 2.412
ACE
5
-1.3 ±
3.7
1.08 ±
0.09
0.190 - 4.744
ACI
5
-1.5 ±
5.8
1.09 ±
0.14
0.183 - 4.565
FLU
5
-0.2 ±
0.8
1.04 ±
0.10
0.034 - 0.853
FEN
5
0.0 ±
0.6
1.00 ±
0.05
0.056 - 1.387
ANT
5
-0.1 ±
0.2
0.99 ±
0.02
0.019 - 0.928
FLT
5
-0.2 ±
0.5
1.05 ±
0.07
0.015 - 0.747
PIR
5
-0.4 ±
2.6
1.05 ±
0.16
0.054 - 1.813
B(a)A
8
-0.2 ±
0.3
1.06 ±
0.02
0.033 - 1.664
CRI
8
-0.1 ±
0.5
1.02 ±
0.03
0.042 - 2.107
B(a)P
8
-0.1 ±
0.2
1.01 ±
0.04
0.009 - 0.432
B(b)F
8
-0.1 ±
0.1
1.00 ±
0.03
0.011 - 0.533
B(k)F
8
-0.1 ±
0.1
1.02 ±
0.04
0.008 - 0.416
DBA
8
-0.5 ±
3.2
0.93 ±
0.07
0.105 - 5.248
B(ghi)P
8
-0.2 ±
0.2
0.94 ±
0.04
0.009 - 0.864
I(cd)P
8
-0.4 ±
0.7
0.88 ±
0.04
0.041 - 2.048
TABLA III.
LINEALIDAD Y EXACTITUD MULTINIVEL DEL MÉTODO
(CANTIDAD RECUPERADA VS CANTIDAD ANALIZADA
TEÓRICAMENTE)*
* Coeficientes de correlación (r) superiores a 0.995; intervalos de confianza de la
ordenada al origen y la pendiente para un nivel de significión
α
=0.05
L.E. Vera-Ávila
et al.
12
HAP a varios niveles de concentración; para cada nivel
se determinó la cantidad recuperada de los solutos y se
relacionó con la cantidad teóricamente analizada. En la
tabla III
se reportan las ordenadas al origen y las pen-
dientes de las rectas de regresión obtenidas por el méto-
do de mínimos cuadrados, junto con sus intervalos de
confianza respectivos; también se indican los intervalos
de concentración estudiados para cada soluto, los cuales
se encuentran comprendidos entre las partes por trillón y
las partes por billón. Dado que los coeficientes de corre-
lación (r) calculados fueron superiores a 0.995 para to-
dos los HAP y las ordenadas al origen de las rectas de
regresión fueron estadísticamente iguales a cero, se puede
considerar que el método no presenta errores sistemáti-
cos y es lineal en el intervalo estudiado de concentracio-
nes. Por otra parte, las pendientes, que representan la
fracción de soluto recuperado, se situaron entre 0.88 y
1.09, mostrando que la exactitud del método es muy sa-
tisfactoria dados los bajos niveles de concentración de
los HAP en las muestras analizadas. Con el fin de cono-
cer las capacidades de este método en condiciones lími-
te, se realizó un estudio adicional de precisión y exactitud
con muestras fortificadas a concentraciones cercanas a
los límites de detección. La
tabla IV
muestra que, a es-
tos niveles de ultratrazas, la precisión del método medida
por el coeficiente de variación es
19 % mientras que la
exactitud, evaluada por el porcentaje de recuperación,
se encuentra entre 72 % y 129 %. Es interesante men-
cionar que la NPS (National Pesticide Survey de EUA)
y la EPA establecen como valor aceptable una recupe-
ración entre 70 % y 130 %, con un coeficiente de varia-
ción máximo de 30 %, para muestras ambientales fortifi-
cadas
a niveles de ppb (Barceló 1993). En este trabajo
se obtuvo esa recuperación para concentraciones a ni-
veles de ppt, es decir mil veces menores.
Los límites de detección del método (LDM) se esti-
maron a partir de los resultados reportados en la
tabla
IV
, utilizando la siguiente ecuación:
LDM = t
(n-1,
α
=0.99)
x DE
(3)
donde, DE es la desviación estándar de las determina-
ciones expresada en unidades de concentración y t
(n-1
,
α
=0.99)
es el valor de la “t” de Student para un nivel de
confianza del 99 % y (n-1) grados de libertad, siendo n el
número de réplicas. El límite de cuantificación del méto-
do (LCM) se definió como la concentración correspon-
diente a diez veces la desviación estándar. En la
tabla V
se reportan los valores de LDM y LCM para los 16 HAP
y se comparan con los límites de detección reportados
en el método 610 de la EPA (USEPA 1984). Como pue-
de observarse, el método propuesto en este trabajo per-
mite alcanzar límites de detección para los HAP ligeros
considerablemente menores que los del método oficial.
Para los HAP pesados se obtienen también límites de
detección menores que los del método EPA, con excep-
ción del B(a)A y el DBA, aunque en este caso las dife-
rencias entre los valores dados por ambos métodos son
menos notorias. Otra característica interesante de com-
parar es el volumen de muestra requerido para el análisis
de los 16 HAP; el método EPA está diseñado para tra-
bajar con un litro de muestra mientras que en el método
propuesto sólo se necesitan 150 ml (2 frascos con 75 ml
de la muestra cada uno). Lo anterior se traduce en me-
nores costos y mayor facilidad para el transporte de
muestras, lo que representa una gran ventaja cuando las
Compuesto
Concentración
R*
CV*
(ppt)
(%)
(%)
AF
161
129
3
ACE
190
101
5
ACI
183
94
10
FLU
34.1
99
6
FEN
55.5
100
5
ANT
37.1
94
10
FLT
14.9
85
3
PIR
36.3
77
3
B(a)A
33.3
100
19
CRI
42.1
92
19
B(a)P
8.64
107
4
B(b)F
10.7
84
6
B(k)F
8.32
77
7
DBA
105
72
10
B(ghi)
8.64
94
9
I(cd)P
41.1
82
12
TABLA IV.
PRECISIÓN Y EXACTITUD DEL MÉTODO (n=4)
A CONCENTRACIONES DE HAP CERCANAS A
LOS LÍMITES DE DETECCIÓN
* R = recuperación promedio, CV = coeficiente de variación
Compuesto
LCM
LDM
LDM (EPA 610)
(ppt)
(ppt)
(ppt)
AF
65
29
1800
ACE
103
47
1800
ACI
165
75
2300
FLU
22
10
210
FEN
26
12
640
ANT
35
16
660
FLT
3
2
210
PIR
11
5
270
B(a)A
62
28
13
CRI
73
33
150
B(a)P
3
2
23
B(b)F
5
2
18
B(k)F
5
2
17
DBA
74
34
30
B(ghi)P
7
3
76
I(cd)P
41
18
43
TABLA V.
LIMITES DE CUANTIFICACION (LCM) Y DE DE-
TECCION DEL METODO (LDM) PARA CADA HAP.
COMPARACION CON LOS LDM DEL METODO
EPA 610
DETERMINACIÓN DE HAP EN AGUA
13
muestras son colectadas en sitios remotos o de difícil
acceso.
Aplicación del método
El método se aplicó para un estudio de estabilidad de
los HAP en medio acuoso y para la determinación de
HAP en una muestra de agua de río.
La estabilidad de los HAP en solución se determinó
en dos medios diferentes, agua grado reactivo y agua
potable. Dos muestras de 75 ml de cada tipo de agua se
fortificaron con una mezcla estándar de HAP a las con-
centraciones indicadas en la
tabla VI
, luego se filtraron
y prepararon de acuerdo con el procedimiento indicado
en la parte experimental (operaciones fuera de línea).
Las muestras con el acetonitrilo añadido se dejaron ex-
puestas a la luz y a la temperatura ambiente por 24 ho-
ras. Transcurrido este tiempo se continuó con el procedi-
miento de extracción y análisis en línea para evaluar y
comparar la estabilidad de los compuestos en los dos ti-
pos de agua. Los resultados obtenidos, descritos en la
tabla VI
, muestran que la mayoría de los HAP perma-
necieron estables por 24 horas en el agua grado reactivo,
a la que se había adicionado acetonitrilo (práctica común
para la preservación de muestras) en las proporciones
establecidas en el método; únicamente se observaron al-
gunas pérdidas estadísticamente significativas para ANT,
B(k)F, B(ghi)P e I(cd)P. Por el contrario, en el agua po-
table todos los HAP, con excepción de FLU (HAP ligero
analizado en la muestra con 5 % de acetonitrilo) y B(a)P
(HAP pesado analizado en la muestra con 25 % de
acetonitrilo), se degradaron notablemente e incluso algu-
nos de ellos desaparecieron totalmente. Es evidente que
en este caso el cloro residual presente en el medio con-
trarrestó en buena medida el efecto protector del
acetonitrilo. Por lo tanto, se podría esperar que en au-
sencia de disolvente orgánico todos los HAP, con la posi-
ble excepción del fluoreno, serían completamente degra-
dados por el cloro. De aquí se concluye que la potabilización
del agua por cloración es un método eficaz para eliminar
los HAP de este medio, aún a niveles de concentración
del orden de las ppt.
El método desarrollado se aplicó también para el aná-
lisis de una muestra de agua superficial proveniente de
una zona expuesta a la contaminación por HAP. La mues-
tra fue colectada en el Río Seco, al nivel de la ciudad de
Paraíso en la zona petrolera de Tabasco, y conservada
de acuerdo con las normas establecidas para este tipo de
muestras (USEPA 1984). Los cromatogramas obtenidos
del análisis de la muestra blanco y la misma muestra
fortificada con una mezcla estándar de HAP a las con-
centraciones usadas en el estudio precedente (ver
Tabla
VI
) se presentan en las
figuras 3
a
6
. Las
figuras 3
y
4
corresponden a los cromatogramas UV de la muestra
preparada para HAP ligeros y HAP pesados, respecti-
vamente. Aunque los cromatogramas de la muestra blanco
presentan algunos pequeños picos que sobresalen del
ruido de fondo y que eluyen en la misma zona que los
HAP, la comparación cuidadosa con los cromatogramas
de la muestra fortificada en las dos figuras lleva a la
conclusión de que ninguno de los HAP que dan respues-
ta en UV está inequívocamente presente en la muestra
colectada del agua de río. En todo caso, si estuvieran
presentes, sus concentraciones serían muy inferiores a
las indicadas en la
tabla VI
para estos HAP. Cabe men-
cionar que en la muestra fortificada preparada para HAP
ligeros se alcanzan a distinguir los HAP pesados B(a)A
y CRI, los cuales sólo se recuperan parcialmente en este
análisis. De la misma manera, en la muestra fortificada
preparada para HAP pesados se alcanza a distinguir el
pico de FLU, HAP ligero que sólo se recupera parcial-
mente en este análisis, y los picos de los solutos frontera
FEN y PIR, cuya recuperación es satisfactoria por cual-
quiera de los dos métodos de preparación de la muestra.
Las
figuras 5
y
6
corresponden a los cromatogramas de
fluorescencia de la muestra preparada para HAP ligeros
y HAP pesados, respectivamente. Es importante indicar
que ninguno de los HAP que dan señal en fluorescencia
eluye antes de los 25 min; por lo tanto, en los
cromatogramas de la muestra blanco los únicos picos de
interés son los dos que se observan al final del conjunto
de señales ya que sus tiempos de retención concuerdan
exactamente con los del antraceno y el fluoranteno. Es-
tos dos HAP son compuestos frontera y el hecho de que
Compuesto
Concentración**
Agua reactivo
Agua potable
(ppt)
R (%)
R (%)
AF
322
95
62
ACE
379
106
n.d.***
ACI
365
102
n.d.
FLU
68.2
114
102
FEN
111
94
55
ANT
74.2
73
21
FLT
59.7
107
55
PIR
72.5
91
n.d.
B(a)A
133
115
31
CRI
168
-
-
B(a)P
34.6
99
109
B(b)F
42.6
94
74
B(k)F
33.3
82
n.d.
DBA
420
96
68
B(ghi)P
34.6
66
26
I(cd)P
164
60
45
TABLA VI.
ESTABILIDAD DE HAP EN AGUA GRADO
REACTIVO Y AGUA POTABLE FORTIFICADAS*.
RECUPERACIÓN DESPUÉS DE 24 h A TEMPERA-
TURA AMBIENTE
*Muestras con acetonitrilo al 5 % v/v (HAP ligeros: de NAF a PIR)
ó al 25 % v/v (HAP pesados: de B(a)A a I(cd)P)
** Concentración a la que fueron fortificadas
las muestras
*** n.d.= no detectado (degradación total).
CRI no fue determinado
en este estudio
L.E. Vera-Ávila
et al.
14
sus picos estén claramente presentes en la muestra blanco
preparada para HAP ligeros y en la de HAP pesados
comprueba su identidad. Además, ANT y FLT práctica-
mente no dan señal en UV a 262 nm, por lo tanto, el que
no se observen picos en la zona donde eluyen estos com-
puestos (entre FEN y PIR) en los cromatogramas de
UV (
Figs. 3
y
4
) es una confirmación adicional de su
identidad. Por otra parte, las
figuras 5
y
6
también com-
prueban que ninguno de los otros HAP que dan respues-
ta en fluorescencia está presente en la muestra colecta-
da del agua de río.
La determinación de ANT y FLT en la muestra de
agua de río se realizó por el método de adiciones patrón
para evitar errores por efecto de matriz. Utilizando los
reportes de áreas de pico de los cromatogramas de la
figura 5
se efectuó el cálculo por medio de la siguiente
ecuación:
Cb
i
=
[
Ab
i
x Qad
i
x (Vb + 25)
]
/
[
(Af
i
– Ab
i
) x
(Vf + 25) x Vb
]
(4)
donde, Cb
i
es la concentración del soluto de interés (ANT
o FLT) en la muestra blanco (agua de río), Ab
i
es el área
Fig. 3.
Cromatogramas UV obtenidos del análisis de una muestra de
agua de Río Seco, Tab., tratada por el procedimiento para
HAP ligeros. (A) muestra blanco y (B) muestra fortificada
con los HAP a las concentraciones mencionadas en la
tabla
VI
. Identidad de picos en la muestra fortificada
como en la
figura 2
Fig. 4.
Cromatogramas UV obtenidos del análisis de una muestra de agu
Río Seco, Tab., tratada por el procedimiento para HAP pesados
muestra blanco y (B) muestra fortificada
con los HAP a las conce
ciones mencionadas en la
tabla VI
. Identidad de picos en la mu
fortificada
como en la
figura 2
DETERMINACIÓN DE HAP EN AGUA
15
del pico del soluto en la muestra blanco, Af
i
es el área del
pico del soluto en la muestra fortificada, Qad
i
es la canti-
dad de soluto que se adicionó en la muestra fortificada
(concentración del soluto en el estándar x alícuota adicio-
nada), Vb es el volumen de la muestra blanco (75 ml), Vf
es el volumen de la muestra fortificada (75 ml) y el núme-
ro 25 corresponde a los ml de agua+acetonitrilo que se
añadieron a la muestra durante su preparación.
El contenido de los HAP presentes en la muestra de
agua de Río Seco fue el siguiente (valor promedio de dos
determinaciones en la misma muestra):
Antraceno
29 ppt
Fluoranteno
26 ppt
Estos valores son mucho más bajos que los que esta-
blecen las normas europeas (mencionadas en la Intro-
ducción) para aguas superficiales. Así, mediante este ejem-
plo, se demuestra que el método desarrollado permite
determinar concentraciones de HAP notablemente infe-
riores a los límites máximos establecidos en las más
estrictas normas reguladoras de calidad del agua. Por
ello, se propone este método como una herramienta útil y
confiable para el monitoreo ambiental.
Fig. 6.
Cromatogramas de fluorescencia obtenidos del análisis de una
muestra de agua de Río Seco, Tab., tratada por el procedi-
miento para HAP pesados. (A) muestra blanco y (B) muestra
fortificada con los HAP a las concentraciones reportadas en la
tabla VI
. Los picos con (*) en el blanco fueron identificados
como ANT y FLT. Identidad de picos en la muestra fortifica-
da
como en la
figura 2
Fig. 5.
Cromatogramas de fluorescencia obtenidos del análisis de una
muestra de agua de Río Seco, Tab., tratada por el procedi-
miento para HAP ligeros. (A) muestra blanco y (B) muestra
fortificada con los HAP a las concentraciones reportadas en la
tabla VI
. Los picos con (*) en el blanco fueron identificados
como ANT y FLT. Identidad de picos en la muestra fortifica-
da como en la
figura 2
Tiempo (min)
Tiempo (min)
L.E. Vera-Ávila
et al.
16
CONCLUSIONES
Se desarrolló y certificó un método analítico para de-
terminar con buena precisión y exactitud los 16 HAP de
la lista de contaminantes prioritarios de la EPA a muy
bajos niveles de concentración en muestras de agua. El
método está basado en el acoplamiento en línea de la EFS
con la cromatografía de líquidos, lo que permite simplificar
la preparación de muestra reduciendo al mínimo su mani-
pulación. Con respecto a los métodos oficiales basados en
la extracción líquido-líquido, el método propuesto presenta
varias ventajas: se requiere un menor volumen de muestra
para el análisis, se reduce el consumo de disolventes orgá-
nicos durante la etapa de preparación de muestra, es un
proceso más limpio, seguro y económico y, además, es
automatizable. Comparado con métodos similares (basa-
dos en la EFS en línea) previamente reportados, el presen-
te método provee los procedimientos necesarios para evi-
tar pérdidas de analitos desde las primeras etapas del pro-
ceso de preparación de muestra, con menos problemas
operativos y un montaje experimental muy simple, por lo
que resulta más sencillo y robusto y conduce a resultados
más confiables. La efectividad del método se demostró
mediante su aplicación al seguimiento y determinación de
estos contaminantes en aguas superficiales y tratadas.
AGRADECIMIENTOS
Los autores agradecen el apoyo financiero otorgado
a este trabajo por el Consejo Nacional de Ciencia y Tec-
nología de México (CONACyT) a través del proyecto
28355-U.
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