Artículo en PDF
Cómo citar el artículo
Número completo
Más información del artículo
Página de la revista en redalyc.org
Sistema de Información Científica
Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal
Rev. Int. Contam. Ambient. 21 (2) 83­89, 2005
TOXICIDAD CRÓNICA DE LAS AGUAS RECEPTORAS DE EFLUENTES DE
INDUSTRIAS DE CELULOSA SOBRE LARVAS DE
Chironomuspiger
Hernán GAETE
1
, Enrique BAY­SCHMITH
2
y Any RIVEROS
2
1
Departamento de Biología, Instituto de Ciencias Biológicas y Químicas, Facultad de Ciencias, Universidad de
Valparaíso, Casilla 5030 Valparaíso, Chile
2
Laboratorio de Bioensayos, Depto. Zoología, Facultad de Ciencias Naturales y Oceanográficas, Universidad
de Concepción, Barrio Universitario S/N, Concepción, Chile
(Recibidomayo2004,aceptadomayo2005)
Palabras claves: toxicidad, calidad de aguas, bioensayos, celulosa,
Chironomuspiger
RESUMEN
Se evaluó la toxicidad de las aguas del río Biobío afectadas por las descargas de los
efluentes de dos industrias de celulosa (denominadas: industria A e industria B), a
través de bioensayos con larvas de
Chironomuspiger
. Para ello, se tomaron muestras
de las aguas receptoras del efluente final de ambas industrias de celulosa en tres esta­
ciones de muestreo en el río: la primera antes de la descarga (pre­impacto), la segunda
en la zona de descarga del efluente (impacto) yla tercera después de la descarga (post­
impacto). Los resultados no mostraron efectos tóxicos de las aguas receptoras de los
efluentes en ambas industrias sobre
C.piger
. En las aguas receptoras del efluente de la
industria A, se observó una estimulación significativa del crecimiento de las larvas de
C.piger
, en tanto que en las aguas receptoras de la industria B, no se observó un efecto
sobre el crecimiento de las larvas. Por otro lado no se observó correlación entre el
crecimiento y las concentraciones de halógenos orgánicos adsorbibles (HOA) y
halógenos orgánicos extractables (HOE).
Keywords: toxicity, water quality, bioassays, cellulose,
Chironomuspiger
ABSTRACT
The toxicity of the Biobío river waters affected by the discharges of effluents from two
pulp mill, was evaluated through bioassays with
Chironomuspiger
larvae. To achieve
this, several samples from the receiving waters ofeffluents were taken in three different
locations along the river. The first, before the discharge (pre­impact), the second, in an
area where the effluents were discharged (impact), and the third, after the discharge
(post­impact). No toxic effects were seen on
C.piger
in the receiving waters from both
industries. Asignificant growth stimulation for the
C.piger
larvae was observed in the
receiving waters from industry A, whereas in industry B, no effect was observed. In
addition, we did not find anyrelation between growth and adsorbible organic halogens
(AOX) and extractables organic halogens (EOX) concentrations.
H. Gaete
etal.
84
INTRODUCCIÓN
En la evaluación del riesgo ecológico de un agen­
te químico sobre las comunidades acuáticas se debe
considerar tanto la evaluación de la exposición como
el efecto. En cuanto a la evaluación de la exposición
a través de la determinación de las concentraciones
ambientales de los agentes químicos, por si sólo, no
asegura la protección de la vida acuática, ya que no
permite predecir sus potenciales efectos tóxicos,
cuando ocurren efectos sinérgicos o aditivos entre
los elementos químicos en mezcla (Vighi
etal.
2003).
Por otra parte, la toxicidad de agentes químicos es
afectada por otras variables como pH, materia orgá­
nica, dureza etc., quedeterminan su biodisponibilidad
y su potencial de toxicidad (Bakers
et.al
. 2003).
Para evaluar el efecto de los agentes químicos ya
sea en su forma individual o en mezclas complejas
como son los efluentes industriales, se han desarro­
llado herramientas biológicas conocidas como prue­
bas de toxicidad en las que se utilizan organismos
que pueden representar los diferentes niveles tróficos
de un ecosistema acuático (Sponza 2003). Entre los
organismos más utilizados en estas pruebas de toxi­
cidad en agua están los cladóceros como
Daphnia
magna
, microalgas como
Selenastrumcapricornu­
tum
y peces como
Oncorhynchusmykiss,
entre
otros. También se han utilizado otros organismos
como estados larvales de quironómidos de la espe­
cie
Chironomuspiger
(Gaete
et.al
. 2000, Silva
et.
al.
2001) y efemerópteros como
Deleatidiumspp
.
y
Beatistricaudatus
(Hickey y Vickers 1992, Lowell
et.al
. 1995).
Una de las actividades industriales cuyas descar­
gas causan efectos adversos sobre las comunidades
de organismos es la industria de la celulosa. Esta se
caracteriza por el uso de cloro y dióxido de cloro en el
proceso de blanqueo de la pulpa (Stinchfield y Woods
1995). En este proceso se genera una gran diversidad
de compuestos organoclorados descritos como alta­
mente tóxicos (Hansson 1987, Kovacs 1995, Hall
et
al
. 1996). En la cuenca del río Biobío ubicada en la
VIII Región de Chile (Fig. 1) descargan sus efluentes
varias industrias de celulosa. Al respecto, se ha eva­
luado el impacto de dichas descargas sobre sus aguas
receptoras, considerando como criterios parámetros
fisicoquímicos (Parra
etal
. 1993) y en casos excep­
cionales la aplicación de pruebas de toxicidad (Gaete
etal
. 1999, Gaete
etal
. 2000), cuyos resultados indi­
can que la descarga de esta clase de industrias repre­
sentan un riesgo para las comunidades acuáticas que
habitan este ecosistema.
Entre los organismos presentes en este ecosistema
lótico que pueden ser afectados por las descargas
de la industria de la celulosa están los quironómidos,
cuyo desarrollo larvario trascurre en contacto con
estos residuos.
En el río Biobío, predominan los quironómidos de
la especie
Chironomuspiger
, la cual es importante
para la trama trófica del sistema, especialmente por
ser el sustento de las poblaciones de peces que habi­
tan en este ecosistema acuático.
Para verificar los efectos que los efluentes de las
industrias de celulosa establecidas en el río Biobío
producen en los quironómidos, se evaluó la toxicidad
crónica empleando larvas de
Chironomuspiger
como organismos de prueba.
MATERIALES Y MÉTODOS
Se tomaron muestras de aguas del río Biobío en
los sitios de descarga de los efluentes de dos indus­
trias de celulosa denominadas industria Ae Industria
B. La industria Ase localiza en la comuna de Laja y
la industria B en la comuna de Nacimiento, ambas
CHILE
Golfo de
Arauco
74°
71°
36°
39°
N
O
E
S
90°
53°
POLO SUR
Fig.1. Localización delárea de estudio, octava región del Biobío,
Chile
In dust ria B
Rí o
In dust ria A
TOXICIDAD DE LOS EFLUENTES DE INDUSTRIAS DE LA CELULOSA EN
Chironomus
85
en la VIII Región. Las muestras fueron tomadas
durante el período de bajo caudal del río Biobío. El
muestreo se diseñó considerando tres sitios de reco­
lección para cada descarga, el primero ubicado an­
tes de la descarga (pre­impacto); el segundo en el
sitio de descarga al cuerpo receptor (impacto) y el
último localizado a 200 m. aproximadamente de dis­
tancia, aguas abajo del sitio de descarga (post­ im­
pacto). Las muestras fueron refrigeradas y trans­
portadas a los laboratorios de Recursos Renovables
y de Bioensayos de la Universidad de Concepción.
Las muestras se destinaron al análisis químico de
Halógenos OrgánicosAdsorbibles (HOA), Halógenos
Orgánicos Extractables (HOE), con base al método
ISO 9562. (1989), así como para el análisis de
parámetros como Demanda Biológica de Oxígeno
(DBO) de acuerdo a APHA­AWWA­WPCF (1992),
con el empleo de un equipo BSB­Controller Model
1020T y Demanda Química de Oxígeno (DQO) se­
gún APHA­AWWA­WPCF (1992), y de análisis de
compuestos organoclorados por cromatografía de
gases acoplado masas.
Para la determinación de HOA, Se tomó 1 ml de
cada muestra y se llevó a 100 ml con agua destilada,
acidificando con HNO
3
hasta un pH 2, después se le
agregó a cada solución 50 mg de carbón activado.
Se agitó la muestra por una hora para luego filtrar y
lavarla con una solución de HNO
3
/NaNO
3
. Se reco­
gió el carbón activado y se depositó en un crisol, el
cual se calcinó a 1000 °C. En esta calcinación se
liberó el cloro orgánico en la forma de HCl, el cual
se tituló coulombimetricamente con un electrodo de
AgCl/Cl.
Para la determinación de HOE se transfirió 1 L
de muestra de agua a un embudo de separación de 2
L. de capacidad. La muestra fue ajustada a pH 2
con HNO
3
, se agregaron 100 ml de hexano y se agi­
tó vigorosamente por 10 minutos, se recuperó el agua
y la fase orgánica. El agua recuperada fue ajustada
a pH 9 con NaOH y se realizó una nueva extrac­
ción, se recuperó la fase orgánica y desechó el agua.
Se mezclaron las fases orgánicas, se extrajo el resto
de agua con Na
2
SO
4.
Posteriormente la muestra fue
concentrada a un volumen de 1 ml. con una corrien­
te de nitrógeno a temperatura ambiente. Finalmente
se determinó el haluro por coulombimetría.
Análisis de compuestos organoclorados (CG­
MS)
La extracción de los compuestos organoclorados
se realizó empleando un volumen de 500 ml de mues­
tra a través de una membrana adsorbente de
Octadecil (EMPORE, J.T. Baker). Las membranas
se acondicionaron previamente con un lavado de 10
ml de una mezcla de diclorometano­acetato de etilo
(1:1) y posteriormente se activaron con 10 ml de
metanol. Una vez adsorbidos los analitos en la mem­
brana estos fueron eluidos con 10 ml de dicloro­
metano. Estevolumen fue reducido bajo una corriente
de nitrógeno hasta un volumen de 500 µl. El
concentrado se destinó al análisis de Cromatografía
deGases en un equipo Hewlett Packard, modelo 5890
Serie II, empleando un detector selectivo de masa
Hewlett Packard, modelo 5972.
Para su operación se empleó una columna HP­1
de 29 metros, 0.11 µm de espesor de capa y un diá­
metro interno de 0.2 mm. La temperatura del inyec­
tor fue de 250°C y 270°C la del detector. El progra­
ma de temperatura del horno fue: 70°C por 2 minu­
tos; un gradiente de10°C por minuto hasta los 135°C;
a 135°C por 1 minuto; un gradiente de 5°C por minu­
to hasta los 259°C; 1 minuto a 250°C; un gradiente
de 3°C por minuto hasta los 285°C, donde se mante­
nía la temperatura por 20 minutos. Inyectando la
muestra con un split de 1/5 un flujo de septa de 3 ml
usando como gas acarreador y auxiliar argón­metano
(5%).
Pruebas de toxicidad
Para realizar las pruebas de toxicidad con
C.
piger
, se emplearon organismos mantenidos en cul­
tivo bajo condiciones de temperatura de 20 ºC ± 2 ºC
y fotoperíodo de16 horas luz y 8 oscuridad deacuerdo
a Silva
etal.
(2001) yASTM (1996). Las larvas fue­
ron alimentadas con microalgas (
Selenastrumca­
pricornutum
,
Chlorellavulgaris
o
Scenedesmus
spinosus
) y alimento para peces. Los cultivos fue­
ron mantenidos con agua reconstituida, con una du­
reza de 250 mg/L de CaCO
3
, pH 7 ± 0.2 y aireación
hasta saturación. El procedimiento para realizar las
pruebas de toxicidad fue de acuerdo a Silva
etal.
(2001) y ASTM (1996). Las pruebas de toxicidad,
se llevaron a cabo con estados larvales de doce días,
los cuales fueron expuestos a las muestras de aguas
superficiales sin dilución de cada estación por un
período de cinco días, al final de los cuales se midió
la longitud (mm) de cada individuo con lupa este­
reomicroscópica Zeiss SV8 con un ocular graduado,
cada tratamiento consistió de 10 réplicas, cada una
conteniendo diez larvas. Los recipientes utilizados
para las pruebas fueron envases de vidrio de 500 ml,
con 300 ml de muestra y con recambio diario. Para
correlacionar la respuesta de los organismos (longi­
tud) los parámetros químicos, se utilizó la correla­
ción de Pearson, en tanto que para comparar la res­
puesta de los organismos entre las estaciones con su
H. Gaete
etal.
86
respectivo control (estación de preimpacto) en cada
industria, se aplicó un análisis de varianza (ANOVA)
utilizando el programa estadístico Systat.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los resultados obtenidos mostraron que las aguas
receptoras asociadas a la descarga de la industria B
no producen efectos en el crecimiento de
C.piger
,
sin embargo en el caso de la industria A, se detectó
una estimulación significativa del crecimiento de las
larvas respecto al lote control, para los organismos
expuestos a las muestras correspondientes a los sitios
de impacto y postimpacto (Fig. 2). En el cuadro I, se
entregan los rangos y valores promedios del creci­
miento de
C.piger
, se puede indicar que en general
en las estaciones de impacto y postimpacto de la in­
dustriaAse observaron los mayores crecimiento, sien­
do el crecimiento similar en las estaciones de
preimpacto en ambas industrias e impacto y
postimpacto dela industria B.Alcomparar la respuesta
de las larvas de
C.piger
con otros organismos, ex­
puestos a similares condiciones, se observa que
C.
piger
no fue afectado de la misma manera por la pre­
sencia de compuestos organoclorados que
Vibrio
fischeri
(microtox) y la microalga
Scenedesmus
spinosus
cuya luminiscencia y tasa de crecimiento
respectivamente fueron inhibidos significativamente
por la presencia de agentes químicos en efluentes de
industrias de celulosa y aguas receptoras (Gaete
et
al
., 1999, Gaete
etal
. 2000). Esto sugiereque
C.piger
es mas resistente a este tipo de compuestos. La
estimulación del crecimiento y desarrollo de
C.piger
podría estar asociado a hormonas como juvabiona,
juvabiol y dehidrojuvabiona presentes en algunos tipos
de maderas utilizadas como materias prima en la in­
dustria de celulosa como ha sido propuesto por Lowell
etal.
(1995), quienes al exponer estados larvales de
Baetistricaudatus
a diluciones del 1% y 10 % del
efluente de una industria de celulosa, observaron una
estimulación en el crecimiento larval. Por otra parte,
Pellinen y Soimasuo (1993), al evaluar la toxicidad de
sedimentos receptores de efluentes de industria de
celulosa con
Chironomusriparius
, encontraron un
mayor desarrollo larval en estos sedimentos, a dife­
rencia de los sedimentos control. Atribuyendo este
mayor desarrollo larval, al proceso eutroficación que
provocan los nutrientes presentes en estos efluentes,
aumentando la materia orgánica en estos sectores sir­
viendo de alimentos a los estados larvales de
quironómidos. A diferencia de lo observado en las
aguas receptoras de la industria A, en las aguas re­
ceptoras de la industria B, no se observó estimulación
del crecimiento de
C.piger
. Esto podría estar asocia­
do al tipo demateria prima utilizada por la industria B,
la cual emplea maderas duras y blandas. En tanto, la
industria Asólo utiliza maderas duras.
El comportamiento del crecimiento de
C.piger
ob­
servado en las pruebas de toxicidad mostró no tener
relación con los diversos parámetros considerados ta­
les como DBO, DQO, HOA y HOE (Cuadro II).
A
B
preimpacto
impacto
postimpacto
*
*
8
6
4
2
0
Longitud(mm)
A
B
Preimpacto
Impacto
Postimpacto
Fig. 2. Comparación (Anova) del crecimiento de
C.piger
después de cinco días de exposición a las muestras de
aguas entre las estaciones de muestreo con su respectivo
testigo (estación de preimpacto) en ambas industrias;
industria A y B
* p<0.05
Industria A
Industria B
Preimpacto
Impacto
Postimpacto
Preimpacto
Impacto
Postimpacto
Mínimo
4.3
5.2
4.9
4.2
3.5
4.3
Máximo
5.7
7.8
8.6
6.4
5.7
6.8
Promedio
4.8
6.5
6.6
5.0
4.6
5.2
DE
0.3
0.9
1.1
0.7
0.7
0.9
CUADRO I. RANGOS Y VALORES PROMEDIOS DEL CRECIMIENTO DE
C.piger
(MM) EN LAS
ESTACIONES DE MUESTREO EN EL RÍO BIOBÍO
DE: Desviación estándar
TOXICIDAD DE LOS EFLUENTES DE INDUSTRIAS DE LA CELULOSA EN
Chironomus
87
Esto es similar a lo encontrado para
Daphniapulex
por Gaete
etal
. (1999) quienes no encontraron co­
rrelación entre el numero de neonatos nacidos a los
21 días de exposición y los HOA, sin embargo, estos
mismos autores encontraron una correlación signifi­
cativa e inversa entre la tasa de crecimiento de
Selenastrumcapricornutum
y HOA, observándo­
seuna inhibición dela tasa decrecimiento poblacional
en aguas receptoras de efluentes de industria de ce­
lulosa. Esto sugiere que la medida de halógenos or­
gánicos adsorbibles podría ser indicativa de toxici­
dad sólo para los productores primarios, los cuales
serían más sensibles.
El análisis cromatográfico de los compuestos or­
ganoclorados, mostró que los compuestos detectados
en las descargas y en las aguas del cuerpo receptor
correspondieron a productos de bajo peso molecular
(Cuadro III, IV y V). Sin embargo no todos los com­
puestos desplegados por cromatografía pudieron ser
identificados por problemas como la cantidad de frag­
mentos o la falta de información en la biblioteca del
equipo. La no detección de compuestos en las aguas
receptoras de la industria A, sugiere que esta técnica
de análisis sería más adecuada para caracterizar
efluentes de celulosa que sus aguas receptoras, ya
que por efecto de dilución las concentraciones de los
elementos químicos estarían bajo los límites de detec­
ción. Además, la detección se dificulta debido a que
esta industria descarga su efluente a través de
difusores, lo que aumenta la capacidad de dilución de
las aguas receptoras, alcanzando concentraciones aún
más bajas que en el caso de la industria B. No obstan­
te esta limitación, se detectaron los compuestos pre­
sentados en los cuadros III, IV y V.
Finalmente los resultados indican que la descarga
de los efluentes de ambas industrias de celulosa en
las aguas receptoras del río Biobío no provocó toxici­
dad sobre las larvas de
C.piger
.
Industria
Estación
DBO(mg/l)
DQO(mg/l)
HOA(mg/l)
HOE(µg/l)
A
preimpacto
3.3
11.39
0.006
1.02
impacto
17.9
26.58
0.229
1.43
postimpacto
19.7
22.5
0.282
1.99
B
preimpacto
1.1
19
0.015
1.26
impacto
320
350
12
10.74
postimpacto
26
59
1.04
3.19
R
­0.45
­0.48
­0.48
­0.45
CUADRO II. VALORES DE LOS PARÁMETROS QUÍMICOS Y
CORRELACIÓN DE
PEARSON ENTRE LAS VARIABLES QUÍMICAS Y LA RESPUESTADE
C.
piger
Compuestos
Calidad
Peso
identificación %
molecular
1,2,3­trimetoxibenceno
90
168
4,5 dicloroguaiacol
98
170
3.5­bis (1,1­dimetiletil)fenol
88
206
1­(4­hidroxi­3,5­dimetoxifenil)­
etanona
94
250
Acido, 1,2­ benzenodicarboxilico,
butil, 2­metil propil éster
90
278
Benzofuranona
91
180
Triclororosiringol
95
258
4,5­dicloro­2­metoxifenol
96
215
CUADRO III. COMPUESTOS DETECTADOS EN
EL
EFLUENTE DE LA INDUSTRIA A
Compuestos
Calidad
Peso
identificación %
molecular
Borneol
90
201
Exo­2­hidroxicineole
90
170
4,5­dicloroguaiacol
95
192
3,4,5­tricloroguaiacol
99
226
4­etil­2­metoxifenol
80
160
1,3,3­trimetil­biciclo­(2,2,1)­
hetan­2­ol (15­endo)­biciclo
91
154
2,3,5,6­ tetracloro­4­metoxifenol
93
262
4­etil­2­metoxifenol
87
152
alfa­terpineal
90
4,5­dicloro­2­metoxifenol
96
192
Eugenol
96
4­etil­2­metoxifenol
86
160
Tetracloroguaiacol
98
262
Linalyl propanoato
90
170
1­(4­hidroxi­3­metoxifenil)etanona
90
3,4,5­tricloroguaiacol
99
226
4,5,6­tricloroguaiacol
83
Ácido hexadecanoico
98
2­metoxifenol
90
2,6­dimetoxifenol
78
154
CUADRO IV. COMPUESTOS
DETECTADOS
EN
EL
EFLUENTE DE LA INDUSTRIA B
H. Gaete
etal.
88
AGRADECIMIENTOS
A la Prof. Mag. Karina Paredes Bel por sus co­
mentarios y sugerencias. Al Laboratorio de Recur­
sos Renovables de la Universidad de Concepción.
REFERENCIAS
APHA­AWWA­WPCF. (1992). American public health
association–Water protection control federation–
American water works association. Métodos
normalizados para el análisis de agua potables
residuales Ed. Díaz de Santos S.A. Madrid, España.
Baker S., Herrchen M., Hund­Rinke K., Klein W., Kordel
W., Peijnenburg W. yRensing C. (2003). Underlying
issues including approaches and informatio needs in
risk assessment. Ecotoxicology and Environmental
Safety56, 6­19.
Folke J., Edde H. y Lehtinen K.J. (1991). The scientific
foundation of adsorbable organohalogens (AOX) as
a regulatory parameter for control of organochlorine
compounds. Environmental Conference. Tappi J. 517­
527.
GaeteH.,LarrainA.,Bay­SchmithE.,CifuentesA.,Rodriguez
J. yBaeza J.(1999). Toxicidad crónica ycaracterísticas
fisicoquímicas de aguas receptoras de efluentes de
celulosa localizadas en la cuenca del río Biobío (Chile,
central) Ecotoxicologyand Environmental Protecction
2,15­18.
GaeteH., Larrain A., Bay­Schmith E., Baeza J. yRodríguez
J. (2000). Ecotoxicological assessment oftwopulpmills
effluents, locate in the Biobío river basin (Chile,
Central). Bull. Environ.Contam. Toxicol. 65, 183­189.
Compuestos
Calidad
Peso
identificación %
molecular
Exo­2­hidroxicineole
91
170
4­etil­2­metoxifenol
86
160
1,3,3­trimetil­biciclo heptan­
2­ol borneol
90
Borneol
87
201
alfa­terpineal
90
Eugenol
96
1­(4­hidroxi­3­metoxifenil)etanona
90
3,4,5­tricloroguaiacol
99
226
4,5,6­tricloroguaiacol
83
Tetracloroguaiacol
99
Ácido hexadecanoico
98
2­metoxifenol
90
2,6­dimetoxifenol
78
154
4,5­dicloro­2­metoxifenol
95
215
CUADRO V. COMPUESTOS DETECTADOS EN LA ESTA­
CIÓN DE IMPACTO
DE LA INDUSTRIA B
Hall T.J., Haley R., Borton D. y Bousquet T. (1996). The
use of chronic bioassays in characterizing effluent
quality changes for two bleached kraft mills
undergoing process changes to increased chlorine
dioxide subtitution and oxygen delignification. En:
Environmentalfateandeffectsofpulpandpaper:
Milleffluents
(M.R. Servos, K.R. Munkittrick, J.H.
Carey, y G.J. Van Der Kraak, Eds.), St. Lucie Press,
DelrayBeach, FL. EUA, pp. 53­68.
Hansson S.(1987). Effects ofPulp and paper mill effluents
on Coastal fish Comunitiesin the gulf ofBothnia, Baltic
Sea.Ambio 6, 344­348.
Hickey Ch. y Vickers M.(1992). Comparison of the
sensitivity to heavy metals an pentachlorophenol of
the mayflies Deleatidium spp.
And the cladoceran
Daphnia magna. New Zealand Journal of Marine and
Freshwater Research 26, 87­93.
KovacsT.G., Gibbons G.J.S.,TremblayB.I., O´Connor P.H.
y Voss R.H. (1995). The effects of secondary­treated
bleached Kraft mill effluent on quatic organisms as
assessed by short­term and long­term tests.
Ecotoxicol. Environ. Safety31, 7­22.
Lowell R., Culp J. y Wrona F. (1995). Stimulation of
increased short­term growth and development of
mayfliesbypulp mill effluent. Environ. Toxicol. Chem.
14,1529­1541.
McUbbin N. y Folke J. (1995). Significance of AOX vs
Unchlorinated Organics. OAX is not a suitable
parameter for regulating effluent. Pulp & Paper Canada
96,43­48.
Parra O., Chuecas L., Campos H., Vighi M. yVismara R.
(1993). Caracterización física yquímica yevaluación
de la calidad para uso multiple del agua del río Biobío
(ChileCentral). En: Evaluación dela calidad del agua y
ecológica del sistema limnético yfluvial del ríoBiobío
(F. Faranda y O. Parra, Eds.). Serie Monografías
Científicas, vol. 2, Centro EULA, Universidad de
Concepción, Chile.
Pellinen J. y Soimasuo R. (1993). Toxicity of sediments
polluted by the pulp and paper industry to a midge
(
Chironomusriparius
Meigen). Sci. Total Environ. Vol.
Suppl. Pts.1­2, pp. 1247­1256.
Silva J., Iannacone J., Cifuentes A., Troncoso L., Bay­
Schmith E. y Larraín A. (2001). Assessment of
sensituvityto pentachlorpphenol (PCP) in 18 aquatic
species, using acute and chronic ecotoxicitybioassays.
Ecotoxicology and Environmental Restoration 4, 10­
17.
Sponza D. (2003). Application of toxicity tests into
discharges of the pulp­paper industry in Turkey.
Ecotoxicologyand Environmental Safety54, 74­86.
Stinchfield A.E. y Woods M.G. (1995). Reducing
chlorinated organics compunds from bleached kraft
TOXICIDAD DE LOS EFLUENTES DE INDUSTRIAS DE LA CELULOSA EN
Chironomus
89
mills through first stage substitution of chlorine dioxide
for chlorine. Tappi J. 78, 117­125.
Vighi M., Altenburger R., Arrhenius A., Backhaus T.,
Bödeker W., Blanck H., Consolaro F., Faust M. y
FinizioA. (2003). Water qualityobjectives for mixtures
of toxic chemicals: problems and perspectives. Water
quality objevtives for mixtures of
toxic chemicals:
problems and perspectives. Ecotoxicology and
Environmental Safety54, 139­150.
logo_pie_uaemex.mx