Artículo en PDF
Cómo citar el artículo
Número completo
Más información del artículo
Página de la revista en redalyc.org
Sistema de Información Científica
Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal
Rev. Int. Contam. Ambie. 30 (4) 393-406, 2014
TOXICIDAD
in vitro
DE LOS HERBICIDAS ATRAZINA Y PARAQUAT SOBRE EL
CRECIMIENTO VEGETATIVO Y LA ESPORULACIÓN DE HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
Wilberth CHAN CUPUL
1
*, Gabriela HEREDIA ABARCA
1
, Refugio RODRÍGUEZ VÁZQUEZ
2
y
Rosa María ARIAS MOTA
1
1
Laboratorio de Micromicetos, Red de Biodiversidad y Sistemática, Instituto de Ecología A. C. Carretera An-
tigua a Coatepec 351, El Haya, C.P. 91070, Xalapa, Veracruz, México
2
Laboratorio de Xenobióticos, Depto. Biotecnología y Bioingeniería, Centro de Investigación y de Estudios
Avanzados del Instituto Politécnico Nacional (CINVESTAV-IPN), Av. Instituto Politécnico Nacional 2508,
A. P. 14-740, Col. Zacatenco, C.P. 07360, México D.F.
* Autor de correspondencia: wilberth_20@hotmail.com
(Recibido julio 2013, aceptado: agosto 2014)
Palabras clave: agroquímicos, dosis-respuesta, hongo-suelo, micobiota
RESUMEN
El objetivo de este estudio fue evaluar la toxicidad
in vitro
de los herbicidas atrazina
y paraquat sobre el crecimiento vegetativo y la esporulación de hongos saprobios del
suelo.
Se realizaron bioensayos dosis-respuesta en
trece especies con cuatro concentra-
ciones de atrazina (468, 937, 1875 y 3750 mg/L) y paraquat (93, 187, 375 y 750 mg/L).
Los hongos fueron inoculados con 2 µL de una suspensión de 1.0 × 10
6
esporas/mL
en cajas de Petri con agar papa dextrosa (APD) adicionado con atrazina y paraquat.
Se cuantifcó la tasa de crecimiento diaria (TCD), el porcentaje de inhibición del cre
-
cimiento micelial (% ICM), la esporulación y la concentración efectiva media (CE
50
).
Paecilomyces carneus
(0.26 cm
2
/día) aumentó signifcativamente su TCD y mantuvo
su esporulación (3.7 × 10
5
esporas/mL) a la concentración de 468 mg/L de atrazina.
Los % ICM de
Paecilomyces carneus, P. marquandii
y
P. lilacinus
a 3750 mg/L de
atrazina fueron de 22.6 %, 44.4 % y 46.3 %; con una CE
50
de 6820 mg/L, 4736 mg/L
y 3633 mg/L, respectivamente. El paraquat presentó mayor toxicidad que la atrazina;
P. carneus
(0.27 cm
2
/ día) mantuvo signifcativamente su TCD a las concentraciones de
93 y 187 mg/L de paraquat.
Aspergillus tamarii
obtuvo la CE
50
más alta (256.4 mg/L)
de paraquat. El género
Paecilomyces
spp. y
A. tamarii
resultaron tolerantes a la atrazina
y paraquat, respectivamente. Estas cepas son candidatas para establecer estudios sobre
la micorremediación de ambos herbicidas en biotecnología ambiental.
Key words:
agrochemicals, dose-response, soil-fungus, mycobiota
ABSTRACT
The objective of this study was to assess the
in vitro
toxicity of the herbicides atrazine
and paraquat on vegetative growth and sporulation of saprobic soil fungi. In thirteen
strains of fungi isolated from soil, doses-response bioassays were performed with four
concentrations of herbicides: atrazine (468, 937, 1875 and 3750 mg/L) and paraquat (93,
187, 375 and 750 mg/L). The fungi were inoculated with 2
m
L of a spore suspension
W. Chan Cupul
et al.
394
(1 × 10
6
spores/mL) in Petri dishes with potato dextrose agar (PDA) supplemented
with herbicides. Daily growth rates (DGR), percent inhibition of mycelial growth
(% IMG), sporulation and the median effective concentration (EC
50
) were evaluated.
Paecilomyces carneus
signifcantly showed
the highest DGR (0.26 cm
2
/day) and
maintained its sporulation rate (3.7 × 10
5
spores/mL) at 468 and 937 mg/L of atrazine.
The % IMG of
P. carneus, P. marquandii
and
P. lilacinus
at 3750 mg/L of atrazine in
APD were: 22.6 %, 44.4 % and 46.3 %; with an EC
50
of 6820 mg/L, 4736 mg/L and
3633 mg/L, respectively. Paraquat was more fungitoxic than atrazine;
P. carneus
signifcantly maintained its DGR (0.17 cm
2
/day) under 93 and 187 mg/L of paraquat.
The EC
50
of paraquat showed the lowest values compared to atrazine;
Aspergillus
tamarii
obtained
the highest EC
50
(256.4 mg/L) in paraquat. The genus
Paecilomyces
spp. and
A. tamarii
were the most tolerant to atrazine and paraquat, respectively. These
strains are candidates to be included in studies regarding the biodegradation of both
herbicides in environmental biotechnology.
INTRODUCCIÓN
Con el propósito de obtener altos rendimientos la
agricultura moderna demanda el uso de una amplia
variedad de compuestos agroquímicos (González
et
al
. 2010). En México más del 45 % de los plaguicidas
comercializados son herbicidas, de los cuales los más
empleados son la atrazina y el paraquat (Hernández
y Martínez 2006, González y Hansen 2009). Desde
1975 la atrazina (2-cloro-4-etilamino-6-isopropila-
mino-1, 3, 5-triazina) ha sido ampliamente utilizada
para el control selectivo de malezas en cultivos de im-
portancia económica como la caña de azúcar y el maíz
(Raymundo
et al
. 2009). Es un herbicida sistémico
preemergente, el cual, a pesar de ser considerado de
persistencia media (< 12 meses), por su movilidad
en el suelo y sus propiedades físicas y químicas lo
convierten en un contaminante de aguas subterráneas,
lo que representa un riesgo al ambiente y a la salud
(Cejudo
et al
. 2008). En estudios toxicológicos se ha
relacionado positivamente la exposición a la atrazina
con la aparición de hermafroditismo y daños al sis-
tema endocrino e inmune en anfbios (Hayes
et al
.
2002, Brodkin
et al
. 2007). En humanos su efecto
carcinogénico aún está en discusión (Adami
et al
.
2011, Simpkins
et al
. 2011).
Por su parte, el paraquat (dicloruro de 1,1´-dimetil-
4,4´-bipiridilo) es un herbicida de contacto no selec-
tivo, fue introducido a México en 1969 y hasta hoy
en día, a pesar de su alta toxicidad, es uno de los
compuestos más usados para el control de malezas
de hoja ancha y pastos (Hernández y Martínez 2006).
En los últimos años, se han publicado investigaciones
que sugieren que este herbicida podría estar relacio-
nado con padecimientos neurodegenerativos como la
enfermedad de Parkinson (Dinis
et al
. 2006, Berry
et al
. 2010).
En las áreas agrícolas el uso excesivo de her-
bicidas afecta la calidad del suelo, por lo que su
aplicación ha sido cuestionada en el manejo susten-
table de los agroecosistemas (Soto
et al
. 2009). La
persistencia y acumulación de estas sustancias en la
matriz edáfca ejerce eFectos negativos sobre los or
-
ganismos no blanco, como los hongos y las bacterias
(Saeki y Toyota 2004), entre los que hay especies muy
sensibles a cambios ambientales cuando los suelos
son sometidos a diferentes tipos de manejo (Frey
et
al
. 1999, Sebiomo
et al
. 2011). La conservación de
la micobiota edáfca es Fundamental para mantener
la fertilidad y la productividad de los suelos dada su
participación en el reciclaje de nutrientes mediante
la descomposición de los restos vegetales. Asimismo
diversas especies fúngicas ocasionan la supresión de
importantes ftopatógenos y producen tanto ftohor
-
monas como enzimas capaces de degradar compues-
tos tóxicos (Sahid
et al
. 1981, Gleason
et al
. 2010).
Diversos estudios señalan que los herbicidas
interfieren con el crecimiento, la respiración, la
esporulación y la germinación de las esporas de los
hongos del suelo (Rodríguez
et al
. 1967, Mekwata-
nakarn y Sivasithamparam 1987, El-Ghany y Tayel
2009). El grado de susceptibilidad de los hongos a
los herbicidas está relacionado con su capacidad para
degradar y mantener concentraciones bajas del con-
taminante en el micelio (Poprawski y Majchrowicz
1995, Rachappa
et al
. 2007).
Adicionalmente la evaluación de aislamientos
fúngicos nativos para tolerar y degradar a los her-
bicidas es primordial en la selección de cepas para
futuras investigaciones encaminadas a la remediación
de suelos contaminados con estos agentes químicos.
El objetivo de este trabajo fue evaluar
in vitro
la
toxicidad de los herbicidas atrazina y paraquat en el
crecimiento vegetativo y en la esporulación de trece
ATRAZINA Y PARAQUAT: TOXICIDAD EN HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
395
cepas de hongos saprobios de suelos de fncas de una
de las zonas cafetaleras más importantes de México.
MATERIALES Y MÉTODOS
Reactivación de los aislamientos
Los aislamientos fúngicos se obtuvieron del cepa-
rio del laboratorio de micromicetos del Instituto de
Ecología A. C., en Xalapa, Veracruz, México. Los
hongos Fueron aislados e identifcados por Heredia y
Arias (2008) de muestras de suelos de fncas de caFé
(
Coffea arabica
L.) ubicadas en la región central del
estado de Veracruz. Las cepas fueron reactivadas
en agar papa dextrosa (APD; Bioxon
®
, México) e
incubadas a 25 ºC, 75 ± 3 % de humedad relativa en
oscuridad total.
Herbicidas empleados
Las siguientes formulaciones comerciales fueron
empleadas. Para la atrazina se usó el Desyerbal 500
®
(Anajalsa S. A. de C. V., México) a una concentración
de 500 g/L de ingrediente activo (I. A.) a 25 ºC. De
acuerdo con la recomendación del producto, la dosis
aplicada en campo es de 3750 mg de I. A./L de agua
(1.5 L de producto comercial en 200 L de agua). Para
el paraquat, se empleó la formulación comercial de
Paraquat 250 SL
®
(Agro-grow
®
, México) a una con-
centración de 250 g/L
de I. A. Por recomendación del
producto la dosis aplicada en campo es de 1500 mg
de I. A./L de agua (1.25 L de producto en 200 L de
agua).
Preparación del medio de cultivo con diferentes
dosis de herbicidas
La adición de las diferentes concentraciones de
herbicidas al APD se efectuó un vez que el medio
previamente esterilizado llegó a los 40 ± 5 ºC. Poste-
riormente el medio se agitó manualmente y se vacío
en cajas de Petri de 90 ×
15 mm de Ø a razón de
20 mL/por caja. Para el grupo testigo se emplearon
placas con APD sin herbicidas.
Preparación del inóculo para los bioensayos
A partir de cultivos de siete días de crecimiento se
extrajeron del centro de las colonias discos mediante
sacabocados (5 mm de Ø) y se depositaron en tubos
Eppendorf (1.5 mL) con 1 mL de agua destilada es-
terilizada y Tween 80 (Sigma
®
, México) al 0.05 %.
Los tubos se agitaron durante un minuto con un vór-
tex, posteriormente la concentración de esporas de la
solución se determinó empleando una cámara de
Neubauer doble rayado línea regular (Marienfeld
®
,
Alemania) y un microscopio de campo claro Nikon
®
Mod. Eclipse E600 (Nikon
®
, Japón). La solución de
esporas se ajustó a una concentración de 1.0 × 10
6
esporas/mL según el método de Gindin
et. al.
(2000).
Bioensayo dosis repuesta
Las dosis evaluadas para la atrazina fueron:
0.125 X (468 mg/L), 0.25 X (937 mg/L), 0.5 X
(1875 mg/L) y 1 X (3750 mg/L). En el caso del pa-
raquat, por su alta toxicidad y por inhibir el 100 %
del crecimiento de los aislamientos a dosis de campo
(datos no mostrados), las concentraciones evaluadas
fueron: 0.062 X (93 mg/L), 0.125 X (187 mg/L),
0.25 X (375 mg/L) y 0.5 X (750 mg/L). Los aisla-
mientos se inocularon con 2 µL de una solución de
1.0 × 10
6
esporas/mL en el centro de las placas con
APD, más las diferentes concentraciones de herbi-
cida probadas. Los hongos
Chaetomium fusiforme
y
Humicola fuscoatra
, presentan una escasa espo-
rulación, por lo que, a excepción de los anteriores
fueron inoculados con un disco de micelio-agar de
5 mm de Ø.
Las cajas Petri se incubaron a 25 ºC en oscuridad
total. Se emplearon cuatro réplicas independientes
por cada concentración de herbicida. Cada 24 h al
reverso de las placas, se les tomó una fotografía a
las colonias con una cámara digital Kodak
®
a una
distancia de 20 cm entre la caja Petri y la cámara.
A partir de las imágenes digitales se calculó el área
de crecimiento del micelio por medio del programa
ImageJ
®
1.44 (Rasband 2011) con base en la escala
de 1 cm
2
= 358.6 pixeles.
Variables evaluadas
Se evaluó la tasa de crecimiento diaria (TCD), el
porcentaje de inhibición del crecimiento micelial (%
ICM) por efecto del herbicida con respecto al trata-
miento testigo, la esporulación y la concentración
efectiva media (CE
50
) del herbicida (defnida como
mg/L de herbicida que inhibe el 50 % del crecimiento
micelial). La TCD se determinó al calcular el área de
la colonia cada 24 h, hasta el día en que el micelio
de los tratamientos testigo cubrió toda la superfcie
de la caja Petri. La TCD fue calculada con la fór-
mula TCD = X
S
(
C
t
1
-
C
t
1-1
····
n
), donde, n = es el
número de evaluaciones y
C
t
= es el número de días
de crecimiento (Poprawski y Majchrowicz 1995).
El porcentaje de inhibición del crecimiento micelial
se calculó con la ecuación: % ICM = [(
C
-
T
) /
C
] x
100, donde
C
es el área del micelio en la caja Petri
del tratamiento testigo (sin herbicida) y
T
es el área
del micelio en la caja del tratamiento con herbicida
(Zamora
et al
. 2008).
W. Chan Cupul
et al.
396
La esporulación (esporas/mL) se evaluó con la
metodología descrita en la preparación del inóculo
(Gindin
et al
. 2000). La CE
50
para cada especie se
calculó con los porcentajes de inhibición en cada
concentración de herbicida evaluada a través de un
análisis Probit del programa estadístico SAS ver.
8 para Windows (SAS 2000). Para el análisis esta-
dístico de los resultados de la TCD, el porcentaje
de inhibición y la abundancia de esporas, se aplicó
un análisis de varianza y la comparación de medias
Tukey (
P
= 0.05) por medio del programa GraphPad
InStat para Windows (GraphPad 2000).
RESULTADOS
Efecto de diferentes concentraciones de atrazina
sobre los hongos saprobios estudiados
Tasa de crecimiento diaria y porcentaje
de inhi-
bición del crecimiento micelial.
En todas las cepas
la inhibición en el crecimiento de las colonias se
incrementó a medida que aumentó la concentración
del herbicida en el APD, sin embargo en ningún
caso llegó al 100 %. En los tratamientos con la
mayor concentración de atrazina (3750 mg/L), los
porcentajes de inhibición más bajos se detectaron en
Paecilomyces carneus
,
P. marquandii
y
P. lilacinus
(% ICM = 22.6 %, 43.4 % y 46.3 %, respectivamen-
te). Entre estos, las especies
P. lilacinus
(
F
= 73.95,
P
< 0.05) y
P. carneus
(
F
= 18.03,
P
< 0.05) sobresa-
lieron por no presentar inhibición en la concentración
más baja (468 mg/L) del herbicida. Los aislamien-
tos más susceptibles fueron
Trichoderma spirale
y
T. aggressivum
con porcentajes de inhibición del 88.8
y 86.5 % en la concentración más baja y de 96.9 y 96 %
en la más alta, respectivamente (
Cuadro I
).
Abundancia de esporas.
En ninguna de las cepas
estudiadas la producción de esporas fue inhibida
totalmente por las concentraciones de atrazina apli-
cadas. Con excepción de algunos casos, en la mayoría
de las especies el número de esporas disminuyó a
medida que aumentó la concentración de la atrazina.
Paecilomyces carneus
y
T. aggressivum
fueron las
especies en las que la abundancia de esporas fue más
afectada por la mayor concentración de atrazina.
En las cepas de
Penicillium glabrum
y
T. spirale
(
Cuadro I
) los valores de abundancia de esporas
en los tratamientos con la menor dosis de atrazina
fueron signiFcativamente mayores a los tratamientos
testigo (
F
= 6.08,
P
< 0.05 y
F
= 63.85,
P
< 0.05,
respectivamente).
Concentración efectiva media
.
De acuerdo con el
traslape de los intervalos de conFanza, las concentra
-
ciones efectivas medias más bajas de atrazina fueron
detectadas para los hongos
Trichoderma spirale
y
T. aggressivum
(8.4 y 16.9 mg/L, respectivamente;
Cuadro II
) y las más altas para
Paecilomyces lila-
cinus
(3633.0 mg/L),
P. marquandii
(4736.0 mg/L)
y
P. carneus
(6820.0 mg/L), lo que indica que estos
tres aislamientos tienen capacidad para tolerar la
atrazina incluso a concentraciones mayores a las que
se aplican en el campo.
Efecto de diferentes concentraciones de paraquat
sobre los hongos saprobios estudiados
Tasa de crecimiento diaria y porcentaje
de inhibi-
ción del crecimiento micelial.
En todas las especies la
inhibición del crecimiento fue marcadamente mayor
que la detectada para la atrazina. Aún en las con-
centraciones más bajas fue notoria la inhibición del
crecimiento para la mayoría de las especies. A partir
del tratamiento con 187 mg/L hubo especies que no
crecieron. En la dosis más alta nueve de las 13 espe-
cies tuvieron 100 % de inhibición. Asimismo, para
la atrazina las cepas más afectadas correspondieron
a las del género
Trichoderma
, que fueron inhibidas
casi totalmente a partir de la concentración de 187
mg/L (
Cuadro III
).
Los aislamientos
Penicillium melinii
,
Aspergi-
llus candidus
,
P. lilacinus
y
P. marquandii
fueron
los únicos que se desarrollaron en la concentración
más alta de paraquat (750 mg/L). Sin embargo, su
crecimiento fue mínimo e inferior al testigo (
P
<
0.05).
Paecilomyces carneus
destacó por ser la única
especie que no fue inhibida a la concentración más
baja, incluso tuvo una TCD en las concentraciones
93 y 187 mg/L signiFcativamente mayor (
F
= 50.5,
P
< 0.05) al testigo. Aunque en los tratamientos con
375 y 750 mg/L de paraquat no creció. Entre las cinco
especies que se desarrollaron en la concentración
más alta,
P. melinii
y
P. marquandii
presentaron los
porcentajes de inhibición menores (77.4 % y 88.4 %,
respectivamente).
Abundancia de esporas.
De las 11 especies con es-
poras evaluadas, en ocho la producción de esporas fue
inhibida totalmente en los tratamientos con mayor con-
centración de paraquat. Con excepción de
P. melinii,
P. glabrum
y
T. spirale
en el resto de las especies la
abundancia de esporas en los diferentes tratamien-
tos fue marcadamente menor a la de los testigos y
disminuyó conforme aumentó la concentración del
herbicida. En
A. candidus
(
F
= 82.37,
P
< 0.05),
P
.
glabrum
(
F
= 14.47,
P
< 0.05),
P. melinii
(
F
= 22.50,
P
< 0.05) y
T. spirale
(
F
= 18.71,
P
< 0.05) en la
menor concentración del herbicida (93 mg/L) se
encontró una mayor esporulación. La producción
ATRAZINA Y PARAQUAT: TOXICIDAD EN HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
397
CUADRO I.
EFECTO DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE ATRAZINA SOBRE EL CRECIMIENTO
VEGETATIVO Y LA ESPORULACIÓN EN 13 CEPAS DE HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
Especie
Atrazina
(mg/L)
TCD
(cm
2
/día)
ICM
(%)
Esporulación
(Esporas/mL)
1.
Aspergillus candidus
Testigo
0.47 a
-
1.8 × 10
5
a
468
0.45 a
1.84 a
1.2 × 10
5
b
937
0.36 a
18.13 b
6.2 × 10
4
c
1875
0.23 b
43.69 c
6.8 × 10
4
c
3750
0.19 b
57.90 d
4.6 × 10
4
c
2.
Aspergillus clavatus
Testigo
0.89 a
-
8.3 × 10
5
a
468
0.42 b
56.61 a
6.2 × 10
5
b
937
0.33 bc
66.72 b
4.5 × 10
5
bc
1875
0.34 bc
72.58 b
3.8 × 10
5
c
3750
0.18 c
84.80 c
3.6 × 10
5
c
3.
Aspergillus tamarii
Testigo
2.52 a
-
1.4 × 10
6
a
468
1.59 b
29.98 a
1.3 × 10
6
b
937
1.21 c
45.24 b
1.0 × 10
6
c
1875
0.85 c
59.99 c
1.0 × 10
6
c
3750
1.22 d
58.69 c
8.0 × 10
5
d
4.
Chaetomium fusiforme
Testigo
1.60 a
-
NP
468
1.50 a
5.72 a
NP
937
1.23 b
18.39 b
NP
1875
0.99 c
41.15 c
NP
3750
0.58 c
61.76 d
NP
5.
Humicola fuscoatra
Testigo
4.00 a
-
NP
468
0.16 b
63.38 a
NP
937
0.06 bc
81.83 b
NP
1875
0.04 c
86.98 c
NP
3750
0.01 c
92.10 d
NP
6.
Paecilomyces carneus
Testigo
0.19 bc
-
3.5 × 10
5
a
468
0.26 a
0
4.0 × 10
5
a
937
0.22 ab
0
2.0 × 10
4
b
1875
0.16 bc
5.42 a
5.8 × 10
4
b
3750
0.14 c
22.62 b
2.3 × 10
4
b
7.
Paecilomyces lilacinus
Testigo
1.79 ab
-
1.3 × 10
6
a
468
1.88 a
0
1.2 × 10
6
bc
937
1.50 b
5.01 a
8.3 × 10
5
cd
1875
0.89 c
30.48 b
5.8 × 10
5
de
3750
0.75 c
46.37 c
3.3 × 10
5
e
8.
Paecilomyces marquandii
Testigo
1.41 a
-
2.5 × 10
6
a
468
0.85 cd
21.14 a
1.2 × 10
6
b
937
1.10 bc
22.98 a
8.7 × 10
5
bc
1875
0.55 d
44.17 b
5.6 × 10
5
c
3750
0.66 d
43.47 b
5.7 × 10
5
c
9.
Penicillium glabrum
Testigo
2.34 a
-
7.6 × 10
5
b
468
1.77 b
26.08 a
1.7 × 10
6
a
937
1.15 c
44.86 b
1.1 × 10
6
b
1875
0.72 d
57.48 c
9.1 × 10
5
b
3750
0.35 d
80.01 d
1.0 × 10
5
b
W. Chan Cupul
et al.
398
de esporas en las especies
A. clavatus, A tamarii,
P. lilacinus, P. marquandii
y
P. implicatum
fue alta-
mente afectada desde las dosis más bajas empleadas
(
Cuadro III
).
Concentración efectiva media
.
De igual forma
que para la atrazina, la concentración efectiva media
más baja para el herbicida paraquat se detectó en la
cepa de
T. spirale
(31.5 mg/L) (
Cuadro IV
), mientras
CUADRO I.
EFECTO DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE ATRAZINA SOBRE EL CRECIMIENTO
VEGETATIVO Y LA ESPORULACIÓN EN 13 CEPAS DE HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
Especie
Atrazina
(mg/L)
TCD
(cm
2
/día)
ICM
(%)
Esporulación
(Esporas/mL)
10.
Penicillium implicatum
Testigo
1.50 a
-
1.7 × 10
6
a
468
0.56 b
47.33 a
1.8 × 10
6
a
937
0.39 bc
54.68 ab
1.7 × 10
6
a
1875
0.34 bc
60.80 b
1.0 × 10
6
b
3750
0.18 c
74.79 c
5.1 × 10
5
c
11.
Penicillium melinii
Testigo
1.73 a
-
1.6 × 10
6
a
468
1.67 a
15.65 a
1.7 × 10
6
a
937
1.20 b
36.96 b
6.6 × 10
5
b
1875
0.73 c
63.83 c
8.7 × 10
5
b
3750
0.35 d
77.18 d
6.5 × 10
5
b
12. Trichoderma aggressivum
Testigo
11.56 a
-
3.2 × 10
6
a
468
0.55 b
86.52 a
2.2 × 10
6
b
937
0.59 b
93.28 b
2.0 × 10
6
b
1875
0.43 b
96.37 c
1.5 × 10
5
c
3750
0.37 b
96.00 c
6.7 × 10
4
c
13.
Trichoderma spirale
Testigo
14.23 a
-
1.7 × 10
5
b
468
0.89 b
88.85 a
2.2 × 10
5
a
937
0.56 bc
94.90 b
1.0 × 10
5
c
1875
0.39 bc
95.61 b
5.2 × 10
4
d
3750
0.23 c
96.98 c
4.3 × 10
4
d
Medias (n = 4) con literales diferentes entre Flas por cada especie, indican diferencias signiFcativas (
P
< 0.05).
Las especies
Chaetomium fusiforme
y
Humicola fuscoatra
no produjeron esporas en el medio de cultivo empleado
(NP). TCD = tasa de crecimiento diaria en cm/día. ICM (%) = inhibición del crecimiento micelial.
CUADRO II.
CONCENTRACIÓN EFECTIVA MEDIA (CE
50
) DE LA ATRAZINA EN 13 CEPAS DE HONGOS
SAPROBIOS DEL SUELO
Aislamiento
CE
50
(mg/L)
IC al 95%
(mg/L)
Pendiente
(M ± EE)
Ecuación Probit
χ
2
Pr>
χ
2
Aspergillus candidus
2644.0 e
2434-2901
2.2 ± 0.1
Y= –7.6 + 2.2X
327.1
< 0.0001
Aspergillus clavatus
319.8 b
209.2-425.8
0.8 ± 0.1
Y= –2.2 + 0.8X
77.7
< 0.0001
Aspergillus tamarii
1478.0 d
1250-1765
0.8 ± 0.09
Y= –2.7 + 0.8X
81.1
< 0.0001
Chaetomium fusiforme
2568.0 e
2353-2834
2.0 ± 0.1
Y= –7.0 + 2.0X
315.4
< 0.0001
Humicola fuscoatra
209.7 b
137.9-281.4
1.1 ± 0.1
Y= –2.7 + 1.1X
104.5
< 0.0001
Paecilomyces carneus
6820.0 f
5417-7772
3.2 ± 0.3
Y= –12.3 + 3.2X
94.1
< 0.0001
Paecilomyces lilacinus
3633.0 f
3324-4033
2.6 ± 0.1
Y= –9.2 + 2.6X
271
< 0.0001
Paecilomyces marquandii
4736.0 f
3579-7201
0.8 ± 0.09
Y= –3.0 + 0.8X
70.1
< 0.0001
Penicillium glabrum
1211.0 d
1099-1332
1.5 ± 0.1
Y= –4.8 + 1.5X
238.9
< 0.0001
Penicillium implicatum
637.7 bc
469.2-794.1
0.7 ± 0.09
Y= –2.1 + 0.7X
64.8
< 0.0001
Penicillium melinii
1409.0 d
1304-1524
1.9 ± 0.1
Y= –6.2 + 1.9X
345.2
< 0.0001
Trichoderma aggressivum
16.9 a
1.6-51.8
0.8 ± 0.1
Y= –0.9 + 0.8 X
29.2
< 0.0001
Trichoderma spirale
8.4 a
0.2-35.9
0.7 ± 0.1
Y= –0.6 + 0.7X
21.8
< 0.0001
Letras diferentes muestran diferencias signiFcativas de acuerdo con el traslape de los intervalos de conFanza. IC = inter
-
valo de conFanza al 95 %. M = media, EE = error estándar.
ATRAZINA Y PARAQUAT: TOXICIDAD EN HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
399
CUADRO III.
EFECTO DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE PARAQUAT SOBRE EL CRECIMIENTO
VEGETATIVO Y LA ESPORULACIÓN EN 13 CEPAS DE HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
Especie
Paraquat
(mg/L)
TCD
(cm
2
/día)
ICM
(%)
Esporulación
(Esporas/mL)
1.
Aspergillus candidus
Testigo
0.63 a
1.8 × 10
5
b
93
0.42 b
26.95 a
7.3 × 10
5
a
187
0.27 c
51.16 b
5.3 × 10
4
c
375
0.14 d
73.27 c
3.1 × 10
4
c
750
0.07 d
91.59 c
2.4 × 10
4
c
2.
Aspergillus clavatus
Testigo
1.06 a
-
8.3 × 10
5
a
93
0.35 b
73.91 a
5.0 × 10
5
b
187
0.36 b
73.12 a
3.6 × 10
4
c
375
0.12 c
92.61 b
1.7 × 10
4
c
750
NC
100
-
3.
Aspergillus tamarii
Testigo
2.22 a
-
1.7 × 10
6
a
93
1.78 b
19.25 a
5.6 × 10
4
b
187
1.57 c
28.54 b
4.6 × 10
4
b
375
1.00 d
53.37 c
4.5 × 10
4
b
750
NC
100
-
4.
Chaetomium fusiforme
Testigo
1.59 a
-
NP
93
0.80 b
57.22 a
NP
187
0.07 c
94.35 b
NP
375
NC
100
NP
750
NC
100
NP
5.
Humicola fuscoatra
Testigo
4.01 a
-
NP
93
0.02 b
86.72 a
NP
187
NC
100
NP
375
NC
100
NP
750
NC
100
NP
6.
Paecilomyces carneus
Testigo
0.18 b
-
3.7 × 10
5
a
93
0.26 a
0
3.5 × 10
4
b
187
0.27 a
26.55 b
1.4 × 10
4
b
375
NC
100 c
-
750
NC
100 c
-
7.
Paecilomyces lilacinus
Testigo
1.82 a
-
1.3 × 10
6
a
93
0.34 b
58.70 a
4.8 × 10
5
b
187
0.25 b
77.85 b
5.7 × 10
4
c
375
0.10 c
87.53 c
5.1 × 10
4
c
750
0.03 d
91.59 c
4.8 × 10
4
c
8.
Paecilomyces marquandii
Testigo
1.46 a
-
2.4 × 10
6
a
93
0.51 b
59.26 a
1.5 × 10
6
b
187
0.30 c
75.34 b
1.2 × 10
5
c
375
0.11 d
84.89 c
8.1 × 10
4
c
750
0.04 d
88.41 c
4.8 × 10
4
c
9.
Penicillium glabrum
Testigo
2.34 a
-
1.6 × 10
5
b
93
1.42 b
68.43 a
2.1 × 10
5
a
187
NC
100
-
375
NC
100
-
750
NC
100
-
W. Chan Cupul
et al.
400
CUADRO III.
EFECTO DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE PARAQUAT SOBRE EL CRECIMIENTO
VEGETATIVO Y LA ESPORULACIÓN EN 13 CEPAS DE HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
Especie
Paraquat
(mg/L)
TCD
(cm
2
/día)
ICM
(%)
Esporulación
(Esporas/mL)
10.
Penicillium implicatum
Testigo
1.60 a
-
1.7 × 10
6
a
93
0.70 b
77.14 a
1.2 × 10
5
b
187
0.69 b
93.65 b
3.5 × 10
4
b
375
NC
100
-
750
NC
100
-
11.
Penicillium melinii
Testigo
1.50 a
-
1.6 × 10
6
b
93
0.97 b
46.61 a
2.1 × 10
6
a
187
0.59 c
54.91 b
2.0 × 10
6
ab
375
0.48cd
62.34 b
1.1 × 10
6
c
750
0.41 d
77.43 c
7.5 × 10
5
c
12
. Trichoderma aggressivum
Testigo
11.08 a
-
3.2 × 10
6
a
93
4.16 b
88.91 a
2.3 × 10
4
b
187
0.12 c
99.79 b
1.0 × 10
4
b
375
NC
100
-
750
NC
100
-
13.
Trichoderma spirale
Testigo
13.1 a
-
1.7 × 10
5
b
93
1.0 b
93.21 a
1.7 × 10
6
a
187
NC
100
-
375
NC
100
-
750
NC
100
-
Medias (n = 4) con letras diferentes entre Flas por especie, indican diferencias signiFcativas (
P
< 0.05). Las especies
Chaetomium fusiforme
y
Humicola fuscoatra
no produjeron esporas en el medio de cultivo empleado (NP). NC = no
creció. TCD = tasa de crecimiento diaria en cm
2
/día. ICM (%) = inhibición del crecimiento micelial.
CUADRO IV.
CONCENTRACIÓN EFECTIVA MEDIA (CE
50
) DEL PARAQUAT EN 13 CEPAS DE HONGOS SA-
PROBIOS DEL SUELO
Aislamiento
CE
50
(mg/L)
IC al 95%
(mg/L)
Pendiente
(M±EE)
Ecuación Probit
χ
2
Pr>
χ
2
Aspergillus candidus
183.9 d
169.5-198.6
2.1 ± 0.1
Y= –4.7 + 2.1X
358
< 0.0001
Aspergillus clavatus
51.9 a
39.3-63.7
1.6 ± 0.1
Y= –2.9 + 1.6X
139.8
< 0.0001
Aspergillus tamarii
256.4 f
241.6-272.1
2.7 ± 0.1
Y= –6.6 + 2.7X
512.9
< 0.0001
Chaetomium fusiforme
86.1 b
79.9-91.5
4.7 ± 0.3
Y= –9.2 + 4.7X
170.3
< 0.0001
Humicola fuscoatra
48.9 a
34.8-59.1
4.0 ± 0.6
Y= –6.8 + 4.0X
42.1
< 0.0001
Paecilomyces carneus
210.7 e
204.4-220.1
12.3 ± 1.5
Y= –28.7 + 12.3X
61.9
< 0.0001
Paecilomyces lilacinus
57.7 a
42.8-72
1.3 ± 0.1
Y= –2.3 + 1.3X
135.1
< 0.0001
Paecilomyces marquandii
51.4 a
34.8-67.6
1.1 ± 0.1
Y= –1.8 + 1.1X
103.2
< 0.0001
Penicillium glabrum
82.3 b
75.5-86.3
8.5 ± 1.5
Y= –16.3 + 8.5X
32.5
< 0.0001
Penicillium implicatum
55.2 a
44.5-64.3
3.1 ± 0.3
Y= –5.4 + 3.1X
98.4
< 0.0001
Penicillium melinii
130.1 bc
100.6-157.7
0.8 ± 0.1
Y= –1.8 + 0.8X
83.1
< 0.0001
Trichoderma aggressivum
56.2 a
37.1-66.8
5.5 ± 1.1
Y= –9.6 + 5.5X
21.2
< 0.0001
Trichoderma spirale
31.5 a
13.2-45.7
3.1 ± 0.6
Y= –4.7 + 3.1X
22.9
< 0.0001
Letras diferentes muestran diferencias signiFcativas de acuerdo con el traslape de los intervalos de conFanza. IC = intervalo
de conFanza al 95 %. M = media, EE = error estándar.
ATRAZINA Y PARAQUAT: TOXICIDAD EN HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
401
que las más altas fueron encontradas en
P. carneus
(210.7 mg/L) y
A. Tamarii
.
En esta última se detectó
la mayor concentración efectiva media (256.4 mg/L),
misma que corresponde aproximadamente a una
séptima parte de la concentración de paraquat que
se aplica en el campo (1500 mg/L).
DISCUSIÓN
En este estudio se constató que para las cepas es-
tudiadas la atrazina es menos tóxica que el paraquat,
ya que ninguna de las especies evaluadas fue in-
hibida totalmente en la dosis más alta de atrazina
(3750 mg/L). Estos resultados son contrarios a los
de Rachappa
et al
. (2007) quienes reportaron que la
dosis de campo de atrazina inhibe el crecimiento
in
vitro
e
in situ
de hongos saprobios del suelo
.
En un
estudio
in vitro
, Desai y Kulkarni (2004) encontraron
un 69.9 y 16.0 % de inhibición en el crecimiento
micelial de
Trichoderma harzianum
al adicionar
2000 mg/L de atrazina al APD a las 24 y 96 h de
evaluación, respectivamente. Por su parte Prabhu
et al
. (2007) evaluaron el efecto de una serie de
pesticidas, entre ellos la atrazina, en el crecimiento
in vitro
de los hongos entomopatógenos
Beauveria
bassiana
,
B. brongniartii
y
Metarhizium anisopliae
.
Los resultados indicaron una reducción signifcativa
en el crecimiento radial de la colonia, producción de
biomasa y esporulación.
En otro estudio, Rodríguez
et al
. (1967) repor-
taron un incremento en la producción de micelio de
Trichoderma viride
al ser cultivado en un medio su-
plementado con 80 mg/L de atrazina, este resultado
difere de los del presente estudio, debido a que las
cepas estudiadas del género
Trichoderma
(
T. viride
y
T. spirale
) fueron las más susceptibles tanto a la
atrazina como al paraquat. Esta diferencia puede
radicar en la concentración de atrazina estudiada,
la cual fue cinco veces menor a la utilizada en el
presente estudio, así como a que se emplearon cepas
diferentes de la misma especie. Al respecto, Tanney
y Hutchison (2010) mencionaron que la sensibilidad
y la tolerancia de los hongos saprobios del suelo
hacia un pesticida es una adaptación especie-cepa-
dependiente, además puede variar de una población
a otra (Zain
et al
. 2013a) y de un herbicida a otro
(Zain
et al
. 2013b).
Por el contrario, para la cepa de
P. carneus
se
encontró que a las concentraciones más bajas es-
tudiadas (468 y 937 mg/L), la atrazina estimuló su
tasa de crecimiento. Este efecto ha sido reportado
por Alvarez
et al
. (1990) en la especie queratolítica
Microsporum fulvum
cultivada en un medio con
concentraciones de atrazina en un rango de 5 a 50
mg/L. Además de la atrazina, se han reportado otros
pesticidas que a bajas concentraciones estimulan el
crecimiento de algunos hongos saprobios del suelo.
Stamatiu (2013) detectó un aumento en la tasa del
crecimiento micelial de
Alternaria alternata
(5.1
mm/d) en medio mínimo (MM) suplementado con
250 (9.9 mm/d) y 500 mg/L (9.5 mm/d) de endosulfan
(insecticida) y un incremento del 60 % en
Fusarium
oxysporum
en APD suplementado con 0.12 mg/L
del herbicida haloxifop-metil. Por su parte Ceballos
(2005) reportó que el herbicida Fumetsulam estimuló
el crecimiento de
F. oxysporum
en 10 y 20 % por
efecto de la adición de 0.08 y 0.12 mg/L del herbicida
al medio de cultivo.
Respecto al paraquat, los resultados obtenidos
con las dos especies del género
Trichoderma
, coin-
ciden con el trabajo de Wilkinson y Lucas (1969),
quienes por primera ocasión destacaron la alta toxi-
cidad del paraquat sobre la tasa de crecimiento de
T.
viride
a concentración de 100 mg/L en el medio de
cultivo, dosis similar a la más baja evaluada en este
trabajo. Posteriormente, Abdel-Mallek (1987) co-
rroboró la alta toxicidad del paraquat sobre hongos
saprobios de suelo, aún a concentraciones muy bajas
(10, 50 y 100 mg/L) que inhibieron el desarrollo de
Myrothecium verrucaria
,
Humicola
spp.,
Humicola
fuscoatra
var.
fuscoatra
,
H. grisea
,
Chaetomium
spp. y
C. globosum.
Recientemente, Zain
et al
.
(2013b) evaluaron el efecto del paraquat sobre el
crecimiento
in vitro
de
Mucor
spp.,
Penicillium
spp. y
Aspergillus
spp., los resultados mostraron
inhibición alta del crecimiento micelial (entre el
70 y 100 %) al ser expuestos a concentraciones de
0.44, 0.88 y 1.76 mg/mL).
Del mismo modo Mensin
et al
. (2013) reporta-
ron una fuerte toxicidad del paraquat al inhibir el
crecimiento micelial de los hongos nematófagos
Arthrobotrys oligospora
(80 %),
A. conoides
(100 %),
A. musiformis
(100 %) y
A. thaumasium
(100 %)
en la concentración más baja evaluada (575 mg/L),
que es similar a la dosis más alta empleada en este
estudio (750 mg/L). Por el contrario Leach
et al
.
(1991) al evaluar concentraciones de 0 a 64 mg/L
de paraquat y otros herbicidas sobre el crecimiento
in vitro
de hongos y bacterias asociadas al cultivo
de papa, no encontraron di±erencias signifcativas
en el crecimiento radial de los hongos. Esto pudo
deberse a que las concentraciones empleadas por
Leach
et al
. (1991) fueron muy bajas comparadas
con las aplicadas en campo y a que el herbicida fue
esterilizado conjuntamente con el medio de cultivo,
W. Chan Cupul
et al.
402
proceso en el cual el ingrediente activo pudo haberse
transformado o degradado. En este tipo de estudios
es necesario evitar las alteraciones de las propiedades
químicas de los compuestos evaluados por efecto de
la esterilización. Por lo tanto, algunos autores (Desai
y Kulkarni 2004, Tanney y Hutchison 2010, Alves y
Monteiro 2011) mencionan que la manera apropiada
de adicionar el herbicida al medio de cultivo es des-
pués de su esterilización, entre 45 y 50 ºC.
Con la alta diversidad fúngica existente en el suelo
es de esperar diferencias entre la susceptibilidad a
un contaminante. Smith y Lyon (1976) mencionan
que los hongos mucorales (como
Mucor hiemalis
y
Zygorhynchus heterogamous
) son considerablemente
menos susceptibles al paraquat que los hongos imper-
fectos (
Aspergillus niger
y
Penicillium frequentans
).
Según los autores mencionados, estas diferencias
pueden explicarse en parte por la capacidad de los
hongos para absorber el herbicida. Los mucorales
absorben dos veces más paraquat que los hongos im-
perfectos. Sin embargo, esta situación no concuerda
con lo descrito por Zain
et al
. (2013b) al emplear
otra cepa de
Mucor
spp. que resultó muy suscep-
tible. Algunos autores como Alvarez
et al
. (1990)
sugieren que la susceptibilidad de los hongos micros-
cópicos al paraquat está relacionada con la acumu-
lación del herbicida en el micelio, la cual depende
de la velocidad a la que el herbicida se transporta en
las hifas y de la velocidad a la que se degrada en el
micelio.
Para la mayoría de las cepas estudiadas la abun-
dancia de esporas se vio negativamente afectada por
la atrazina y el paraquat. Resultados similares han
sido reportados para otros hongos saprobios del suelo,
Rachappa
et al
. (2007) reportaron hasta un 60 % en la
reducción de la producción de esporas
in vitro
de
Me-
tarhizium anisopliae
por efecto de la atrazina a dosis
de campo. Asimismo, Jones y Williams (1971) al eva-
luar la toxicidad del paraquat sobre
Septoria nodo-
rum
y
S. tritici
, encontraron una inhibición muy alta
(> 80 %) a concentración de 100 mg/L de para-
quat. En un estudio reciente, Mensin
et al
. (2013)
hallaron que el paraquat, a concentración de
575 mg/L, inhibió en 100 % la esporulación de los
hongos nematófagos del género
Arthrobotrys
spp. y
Paecilomyces
spp., y en menor cantidad la esporula-
ción de
Pochonia
spp. La reducción en la producción
de esporas puede ser considerada como un efecto
subletal de los herbicidas sobre los hongos sapro-
bios del suelo (Schein
et al
. 1984). Según algunos
estudios los herbicidas ejercen un efecto negativo
sobre las células fúngicas al interrumpir la ruta de la
formación del shikimato, además de que afectan la
síntesis de aminoácidos y folatos, lo que provoca una
inhibición de la esporulación, la melanización y de la
pigmentación de las colonias fúngicas (Nosanchuk
et al
. 2001, Tanney y Hutchison 2010).
Para los hongos saprobios del suelo la producción
y germinación de esporas es importante para su su-
pervivencia, reproducción y dispersión. La inhibición
de cualquiera de estas fases y procesos biológicos por
la aplicación de herbicidas puede repercutir sobre
determinadas especies con importancia en el ámbito
agrícola, tales como los hongos entomopatógenos de
los géneros
Paecilomyces
y
Trichoderma
, empleados
en el control biológico de insectos plaga, enferme-
dades y nemátodos (Argumedo
et al
. 2009, Carrión
y Desgarennes 2012). Paralelamente, es afectada la
actividad bioquímica, la diversidad y la estructura
de la comunidad microbiana, que puede repercutir
negativamente en la nutrición de las plantas (Saeki
y Toyota 2004, Huang
et al
. 2009). Además de la
atrazina y el paraquat, se han citado otros herbicidas
tóxicos sobre hongos saprobios del suelo tales como:
metolaclor, cloridazon, lenacil, glifosato, primeextra,
clorosulfuron, ácido diclorofenoxiacético (2,4-D),
ametrina y trifuralin (Poprawski y Majchrowicz
1995, Fisher
et al
. 2000, Tsui
et al
. 2001, Mochi
et
al
. 2005, Prabhu
et al
. 2007, Sebiomo
et al
. 2011).
Sin embargo, en el presente estudio se encontró
que ciertas especies como
P. glabrum
y
T. spirale
incrementaron signiFcativamente su producción de
esporas al crecer bajo la concentración más baja de
atrazina (468 mg/L) y paraquat (93 mg/L). Este in-
cremento en la producción de esporas no se relacionó
con la TCD debido a que esta se redujo signiFcativa
-
mente por efecto de ambos herbicidas. El incremento
en la producción de esporas de
Penicillium
spp. y
Trichoderma
spp. por estrés inducido por atrazina
y paraquat no ha sido reportado anteriormente. Sin
embargo, existen estudios que han conFrmado que
la adición de ciertos xenobióticos al medio de cul-
tivo de hongos microscópicos Flamentosos puede
resultar en un incremento en la esporulación. Al
respecto, Mensin
et al
. (2013) reportaron un aumento
en la producción de conidiosporas de una cepa de
Paecilomyces
sp. al adicionar 20.8 y 31.2 mg/L de
lambda-cialotrina (insecticida) al medio de cultivo.
Del mismo modo, Kollmann
et al.
(2003), al eva-
luar la toxicidad del surfactante nonilfenol en hongos
microscópicos del suelo, encontraron un incremento
(ocho veces mayor) en la producción y germinación de
esporas de
F. oxysporum
en cultivos con medio mínimo
contaminado con 5
–6
M (1.10 mg/L) del surfactante.
Posteriormente Kollmann et al. (2004), evaluaron la
toxicidad del endectocida ivermectina sobre hongos
ATRAZINA Y PARAQUAT: TOXICIDAD EN HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
403
filamentosos y encontraron que
Phanerochaete
chrysosporium
y
Mucor racemosus
incrementaron dos
veces su esporulación respecto al testigo (sin ivermec-
tina), en cultivos con medio mínimo suplementado con
10
–4
M de ivermectina (87.5 mg/L).
El mecanismo implicado en el incremento de la
producción de esporas en hongos saprobios del suelo
por efecto del estrés por xenobióticos aún no ha sido
descrito. Sin embargo, es necesario destacar que cada
especie y cepa responde de manera diferente ya sea en
el ambiente o bajo condiciones
in vitro
(Kollmann
et
al
. 2003, 2004). Es de esperar que el mecanismo de
acción de los pesticidas sobre los hongos saprobios
del suelo sea mediado por diversas rutas metabóli-
cas y fsiológicas (Tanney y Hutchison 2010), las
cuales deben ser estudiadas a profundidad para su
comprensión.
Por otra parte, a nivel de campo la toxicidad de los
herbicidas sobre los hongos saprobios del suelo ha
sido pobremente documentada. Mandic
et al
. (2005)
reportaron que en las etapas iniciales del cultivo de
manzana los herbicidas afectaron negativamente la
abundancia de hongos en el suelo, en donde el paraquat
fue uno de los que ocasionó mayor efecto negativo. En
contraposición, Mekwatanakarn y Sivasithamparam
(1987) encontraron que la aplicación del paraquat en
el suelo incrementó la población de hongos compa-
rado con suelo sin herbicida. La divergencia en estos
resultados podría deberse a las dosis empleadas,
en el último estudio se aplicó 1 mg/L de paraquat,
cantidad muy baja en comparación con las concen-
traciones reales aplicadas en campo (1500 mg/L),
aunado a que el herbicida al hacer contacto con el suelo
se diluye, volatiliza o en algunos caso se fotodegrada.
La CE
50
ha sido un parámetro empleado para
determinar la toxicidad de un contaminante sobre
organismos fúngicos (Joshi y Gupta 2008, Molina
y Melo 2010). La atrazina resultó menos tóxica que
el paraquat sobre las especies evaluadas, excepto
para
T. spirale
y
T. aggressivum
que presentaron
los valores más bajos en ambos herbicidas, lo que
demuestra que estas especies son muy susceptibles
para ambos. No existen referencias para comparar
los resultados de CE
50
para atrazina y paraquat, úni-
camente se describen CE
50
para el herbicida ácido
2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) el cual oscila entre
188 mg/L para inhibir el 50 % de las unidades forma-
doras de colonias de
Aspergillus
spp. (Joshi y Gupta
2008), y para algunos isotiocianatos empleados para
el control de
Rhizoctonia solani
donde la CE
50
es de
70 mg/L (Molina y Melo 2010).
Respecto a los hongos tolerantes a pesticidas,
en trabajos previos se ha descrito la capacidad de
algunas especies del género
Paecilomyces
para bio-
transformar fungicidas, herbicidas e insecticidas. Tal
es el caso de
P. lilacinus
, que es capaz de biotrans-
formar los fungicidas bifenil y 2,4-hidroxibifenilo
en derivados menos tóxicos, vía fsión de anillos
aromáticos (Gesell
et al
. 2001). Por su parte, Romero
et al
. (2009) reportaron la capacidad de
P. lilacinus
para biotransformar el herbicida isoproturon en sus
derivados MDIPU [3-(4-isopropilfenil)-metilurea]
y DDIPU [3-(4-isopropilfenil)-urea] mediante reac-
ciones de metilación.
Con estos antecedentes, es factible que las es-
pecies que resultaron tolerantes a los herbicidas,
como
P. carneus
,
P. lilacinus
,
P. marquandii
y
A.
tamarii
sean capaces de metabolizar la atrazina y el
paraquat a compuestos menos tóxicos y emplearlos
como fuente de carbono. Lo anterior debido a que su
TCD y la CE
50
las ubican como las cepas con mayor
resistencia a los herbicidas estudiados. Este trabajo
provee la plataforma para continuar con el estudio
de cepas nativas y profundizar en el tema de la res-
puesta fsiológica de hongos saprobios del suelo ante
el estrés por herbicidas.
CONCLUSIONES
La complejidad del sistema edáfco y el costo
de establecer estudios a gran escala pone en relieve
la necesidad de llevar a cabo investigaciones sobre
toxicidad a nivel laboratorio como preámbulo para
conocer las alteraciones que los herbicidas tienen en la
micobiota a nivel de campo. Los hongos saprobios del
suelo presentaron una respuesta diferenciada ante la
presencia de la atrazina y del paraquat. La tasa de cre-
cimiento diaria y la abundancia de esporas fueron los
parámetros que se vieron más afectados en la mayoría
de las especies por la presencia de los dos herbicidas
utilizados en el estudio. Sin embargo, la respuesta
fsiológica de algunas especies (
Penicillium glabrum
y
Trichoderma viride
) respecto al estrés por ambos
herbicidas, resultó en un incremento en la producción
de esporas. Este fenómeno debe ser estudiado con
mayor profundidad para comprender el mecanismo
que regula esta respuesta fsiológica. De acuerdo con
los bioensayos dosis respuesta, las especies del género
Paecilomyces
fueron las más tolerantes a la atrazina;
para el caso del paraquat, la especie
A. tamarii
fue la
más tolerante al presentar la mayor CE
50
. Estas espe-
cies son candidatas para estudiar su potencial en la
biodegradación de atrazina y paraquat, así como para
ser empleadas en estrategias de micorremediación de
ambientes contaminados por atrazina.
W. Chan Cupul
et al.
404
AGRADECIMIENTOS
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología
(CONACyT) por el fnanciamiento otorgado me
-
diante el proyecto CB No. 169124. El primer autor
agradece al CONACyT por la beca otorgada para sus
estudios de doctorado.
REFERENCIAS
Abdel-Mallek A.Y. (1987). Effect of some herbicides
on cellulose-decomposing fungi in Egyptian soil.
Zentralbl. Mikrobiol. 142, 293-299.
Adami H.O., Berry L.S.C., Breckenridge B.C., Smith
L.L., Swenberg A.J., Trichopoulos D., Weiss S.N. y
Pastoor P.T. (2011). Toxicology and epidemiology:
improving the science with a framework for combining
toxicological and epidemiological evidence to establish
causal inference. Toxicol. Sci. 22, 223-234.
Álvarez D.P., Luque A.G. y Gamberale M.E. (1990). Re-
sistencia de cepas de
Microsporum fulvum
a herbicidas
preemergentes. Ciencia del Suelo 8, 25-29.
Alves B.A.A. y Monteiro A.C. (2011). Sensibilidade de
fungus entomapatogênicos a agroquímicos usados no
manejo da cana-de-açúcar. Bragantia 70, 361-369.
Argumedo D.R., Alarcón A., Ferrera C.R. y Peña C.J.J.
(2009). El género
Trichoderma
y su relación con con-
taminantes orgánico e inorgánico. Rev. Int. Contam.
Ambient. 25, 257-269.
Berry C., La-Vecchia C. y Nicotera P. (2010). Paraquat and
Parkinson´s disease. Cell Death Differ. 17, 1115-1124.
Brodkin M.A., Madhoun H., Rameswaran M. y Vatnick
I. (2007). Atrazine is an immune disruptor in adult
northern leopard frogs (
Rana pipiens
). Environ. Toxi-
col. Chem. 26, 80-84.
Carrión G. y Desgarennes D. (2012). Efecto de
Paecilo-
myces lilacinus
en nemátodos de vida libre asociados a
la rizósfera de papas cultivadas en la región del Cofre
de Perote, Veracruz, México. Revista Mexicana de
Fitopatología 30, 86-90.
Ceballos C.R.E. (2005). Aplicación de herbicidas en trébol
rosado y su incidencia en las interacciones planta-
hongos ftopatógenos. Tesis de doctorado. Universidad
de la Frontera. Temuco, Chile. 88 pp.
Cejudo E.E., Ramos V.A., Esparza G.F., Moreno C.P. y
Rodríguez V.R. (2008). Short-term accumulation of
atrazine by three plants from a wetland model system.
Arch. Environ. Con. Tox. 56, 201-208.
Desai S.A. y Kulkarni S. (2004). Effect of fungicides,
insecticides and weedicides on the growth and sporula-
tion of native
Trichoderma harzianum
Rifai. Karnataka
J. Agric. Sci. 17, 57-62.
Dinis O.R.J., Remiao F., Carmo H., Duarte J.A., Navarro
S.A., Bastos M.L. y Carvalho F. (2006). Paraquat ex-
posure as an etiological factor of Parkinson’s disease.
Neurotoxicology 27, 1110-1122.
El-Ghany A.T.M. y Tayel A.A. (2009). EFfcacy oF certain
agrochemicals application at feld rates on soil Fungi
and their ultra-structures. Res. J. Agric. Biol. Sci. 5,
150-160.
Fisher P.J., Marriott M.W., Mitchell J.I. y Lappin S.H.M.
(2000). Some physiological effects of the herbicides
(±)-MCPP and 2, 4-D on four aquatic hyphomycetes
and one terrestrial fungus. Bot. J. Scotland 52, 213-225.
Frey S.D., Elliott E.T. y Paustian K. (1999). Bacterial
and fungal abundance and biomass in conventional
and non-tillage agro ecosystems along two climatic
gradients. Soil Biol. Biochem. 31, 573-585.
Gesell M., Hammer E., Specht M., Francke W. y Schauer
F. (2001). Biotransformation of Biphenyl by
Paecilo-
myces lilacinus
and characterization of ring cleavage
products. Appl. Environ. Microbiol. 67, 1551-1557.
Gindin G., Geschtovt N.U., Raccah B. y Barash I. (2000).
Pathogenicity of
Verticillium lecanii
to different de-
velopment stages oF the silverleaF white±y
Bemisia
argentifolli
. Phytoparasitica 28, 1-11.
Gleason F.H., Crawford J. W., Neuhauser S., Henderson
L.E. y Lilje O. (2010). Resource seeking strategies of
zoosporic true fungi in heterogeneous soil habitats at
the microscale level. Soil Biol. Biochem. 45, 79-88.
González A.C., Robledo M.L., Medina D.I., Velázquez
F.J., Girón P.M., Quintanilla V.B., Ostrosky W.P., Pérez
H.N. y Rojas G.A. (2010). Patrón de uso de plaguicidas
en Nayarit, México. Rev. Int. Contam. Ambient
.
26,
221-228.
González M. L. C. y Hansen A. M. (2009). Adsorción y
mineralización de atrazina y relación con parámetros
de suelos del DR-063 Guasave, Sinaloa. Rev. Mex.
Cienc. Geol. 26, 587-599.
GraphPad InStat. GraphPad Software. La Joya, California,
E.U.A. 2000. Programa en CD.
Hayes T.B., Collins A., Lee M., Mendoza M., Moriega
N., Stuart A.A. y Vonk A. (2002). Hermaphroditic,
demasculinized frogs after exposure to the herbicide
atrazine at low ecologically relevant doses. Proc. Natl.
Acad. Sci. U.S.A. 99, 5476-5480.
Heredia A.G.P. y Arias M.R.M. (2008). Hongos saprobios
y endomicorrizógenos en suelos. En: Agroecosiste-
mas cafetaleros de Veracruz: biodiversidad, manejo
y conservación (R.H. Manson, O.V. Hernández, S.
Gallina y K. Mehltreter, Eds.). Instituto de Ecología
A.C. (INECOL) e Instituto Nacional de Ecología (INE-
SEMARNAT), México, pp. 193-213.
Hernández H.N.A. y Martínez A.M. (2006). Intoxicación
por paraquat. Salud en Tabasco 1, 302-305.
ATRAZINA Y PARAQUAT: TOXICIDAD EN HONGOS SAPROBIOS DEL SUELO
405
Huang H., Zhang S., Wu N., Luo L. y Cristie P. (2009).
Infuence or
Glomus etunicatum
/
Zea mays
mycor-
rhiza on atrazine degradation, soil phosphatase and
dehydrogenase activities and soil microbial community
structure. Soil Biol. Biochem. 41, 726-734.
Jones G.D. y Williams J.R. (1971). Effect of paraquat
on growth and sporulation of
Septoria nodorum
and
Septoria tritici
. Trans. Br. Mycol. Soc. 57, 351-357.
Joshi N. y Gupta D. (2008). Soil micofora responses Follow
-
ing the exposure to 2, 4-D. J. Environ. Biol. 29, 211-214.
Kollmann A., Touton I., Brault A., Alvinerie A., Galtier
P. y Mougin C. (2004). Effect of the endectocide
ivermectin on ±lamentous Fungi. Environ. Chem.
Lett. 1, 215-218.
Kollmann A., Brault A., Touton I., Dubroca J., Chaplain
V. y Mougin C. (2003). Effect of nonylphenol sur-
factant on fungi following the application of sewage
sludge on agricultural soils. J. Environ. Qual. 32,
1269-1276.
Leach S.S., Murdoch C.W. y Gordon C. (1991). Response
of selected soil borne fungi and bacteria to herbicide
utilized potato crop management system in maine. Am.
Potato J. 68, 269-278.
Mandic L., Dukic D. y Dordevic S. (2005). Soil fungi as
indicator of pesticides soil pollution. Proc. Nat. Sci.
Matica Srpska Novi Sad
109, 97-102.
Mekwatanakarn P. y Sivasithamparam K. (1987). Effect
of certain herbicides on soil microbial populations
and their infuence on saprophytic growth in soil and
pathogenicity of take-all fungus. Biol. Fert. Soils. 5,
175-180.
Mensin S., Soytong K., McGovern R.J. y Toanun C.
(2013). Effect of agricultural pesticides on the growth
and sporulation of nematophagous fungi. Journal of
Agricultural Technology 9, 953-961.
Mochi D.A., Monteiro A.C. y Barbosa J.C. (2005). Ac-
tion of pesticides to
Metarhizium anisopliae
in soil.
Neotrop. Entomol. 34, 961-971.
Molina V.L.F. y Melo M.S.E. (2010). Importancia del
método estadístico para el cálculo de la CE
50
y CE
90
de algunos isotiocianatos evaluados contra
Rhizoctonia
solani
Kühn. Agron. Colom. 28, 235-244.
Nosanchuk J.D., Ovalle R. y Casadevall A. (2001).
Glyphosate inhibits melanization of
Cryptococcus neo-
formans
and prolongs survival of mice after systemic
infection. J. Infect. Dis. 183, 1093-1099.
Poprawski T.J. y Majchrowicz I. (1995). Effect of herbi-
cides on
in vitro
vegetative growth and sporulation of
entomopathogenic fungi. Crop Prot. 14, 81-87.
Prabhu T., Srikanth J. y Santhalakshmi G. (2007). Com-
patibility of selected pesticides with three entomo-
pathogenic fungi of sugarcane pest. J. Biol. Control
21, 73-82.
Rachappa V., Lingappa S. y Patil R.K. (2007). Effect of
agrochemicals on growth and sporulation of
Metarhi-
zium anisopliae
(Metschnikoff) Sorokin. Karnataka J.
Agric. Sci. 20, 410-413.
Rasband W.S. (2011). Image J, U. S. National Institutes of
Health Bethesda, Maryland, E.U.A. [en línea]. http://
imagej.nih.gov/ij/ 05/11/2011.
Raymundo R.E., Nikolskii G.I., Duwig C., Prado P.B.L.,
Hidalgo M.I., Gavi R.F. y Figueroa S.B. (2009).
Transporte de atrazina en un andosol y un vertisol de
México. Interciencia 34, 330-337.
Rodríguez K.R., Curl E.A. y Funderburk H.H. (1967).
Effect of atrazine on growth response of
Sclerotium
rolfsii
and
Trichoderma viride
. Can. J. Microbiol. 13,
1343-1349.
Romero M.C., Urritia M.I., Reinoso E.H. y Moreno
K.A. (2009). Wild soil fungi able to degrade the
herbicide isoproturon. Revista Mexicana de Mico-
logía 29, 1-7.
Saeki M. y Toyota K. (2004). Effect of bensulfuron-methyl
(a sulfonylurea herbicide) on the soil bacteria com-
munity of a paddy soil microcosm. Biol. Fertil. Soils.
40, 110-118.
Sahid I.B., Lyon A.J.E. y Smith S.N. (1981). The effect
of bipyridyl herbicides on the loss of nutrients from
fungi. New Phytol. 89, 401-409.
SAS Institute. (2000). The SAS system for windows 8e.
Cary, N.C., E.U.A. Programa en CD.
Sebiomo A., Ogundero V.W. y Bankole A. (2011). Effect
of four herbicides on microbial population, soil organic
matter and dehydrogenase activity. Afr. J. Biotechnol.
10, 770-778.
Schein R.D., Nelson G.G., Royer M.H. y Borges O. (1984).
Comparison of the effect of sublethal doses of triad-
imefon to those of rate-reducing resistance to
Erysiphe
gramminis
in wheat. Phytopathology 74, 452-456.
Simpkins J.W., Swenberg J.A., Weiss N., Brusick D.,
Eldrige J.C., Stevens J.T., Hand R.J., Hovey R.C.,
Plant T.M., Pastoor T.P. y Breckenridge C.B. (2011).
Atrazine and breast cancer: a framework assessment
of the toxicological and epidemiological evidence.
Toxicol. Sci. 123, 441-459.
Smith S.N. y Lyon A.J.E. (1976). The uptake of paraquat
by soil fungi. New Phytol. 76, 749-484.
Soto G.J.L., Andrade S.M., Mestas Z.P., Motta O.M. y Soto
G.H.H. (2009). Impacto de herbicidas sobre microor-
ganismos disolventes de fosfatos en suelo rizosférico
de plantas de
Solanum tuberosum
. Revista Teoría y
Praxis Investigativa 5, 11-20.
Stamatiu S.K. (2013). Tolerancia y biodegradación de
plaguicidas con hongos ±lamentosos. Tesis de Docto
-
rado. Colegio de Posgraduados, Campus Montecillos,
Texcoco, Estado de México, México. 157 pp.
W. Chan Cupul
et al.
406
Tanney J.B. y Hutchison L.J. (2010). The effects of glypho-
sate on the
in vitro
linear growth of selected microfungi
from a boreal forest soil. Can. J. Microbiol. 56, 138-144.
Tsui C.K.M., Hyde K.D. y Hodgkiss I.J. (2001). Effect of
glyphosate on lignicolous freshwater fungi of Hong
Kong. Sydowia 53, 167-174.
Wilkinson V. y Lucas R.L. (1969). Effects of herbicides
on the growth of soil fungi. New Phytol. 68, 709-718.
Zain M.N.M., Mohamad R.B., Sijam K., Mahbub M. y
Awang Y. (2013a). Effects of selected herbicides on
soil microbial populations in oil palm plantation of
Malaysia: a microcosm experiment. Afr. J. Microbiol
Res. 7, 367-374.
Zain M.N.M., Mohamad R.B., Sijam K., Mahbub M. y
Awang Y. (2013b). Effect of selected herbicides
in
vitro
and in soil on growth and development of soil
fungi from oil palm plantation. Int. J. Agric. Biol. 15,
820-826.
Zamora G.N.F., García L.P., Ruiz L.M. y Salcedo P.E.
(2008). Composición de alcaloides en semillas de
Lu-
pinus mexicanus
(Fabaceae) y evaluación antifúngica
y alelopática del extracto alcaloideo. Agrociencia 42,
185-192.
logo_pie_uaemex.mx