Introducción

El análisis del genoma del complejo Mycobacterium abscessus ha originado múltiples revisiones en la taxonomía de estos microorganismos. Actualmente no se ha logrado un consenso en la denominación de estas micobacterias, algunos investigadores señalan que el complejo M. abscessus está conformado por 3 genomoespecies: M. abscessus, M. bolletii y M. massiliense (1). Sin embargo, recientemente se reportó que las distancias genómicas encontradas entre las especies de este grupo bacteriano no son suficientes para justificar la distinción en especie, pero sí cumplen con los criterios para diferenciarlas en subespecies: M. abscessus subsp. abscessus, M. abscessus subsp. massiliense y M. abscessus subsp. bolletii (2,3,4). En esta revisión bibliográfica utilizaremos la clasificación en genomoespecies.

Las especies del complejo M. abscessus se encuentran ampliamente distribuidas en la naturaleza, siendo el ambiente el reservorio más importante y la fuente principal de infección para el hombre. Estas bacterias son bacilos ácido-resistentes (BAR), aerobios obligados, inmóviles, no esporulados, no producen pigmentos y crecen en un rango de temperatura que oscila entre 28 y 35°C (5,6). Desde el punto de vista clínico y epidemiológico, las patologías más importantes producidas por las especies que conforman este complejo son: la enfermedad pulmonar y las infecciones de piel y tejido blando. En las últimas décadas la incidencia de estas infecciones se ha incrementado significativamente en todo el mundo (3,7). En Venezuela se ha registrado un notable ascenso de las infecciones de piel y tejido blando asociadas con procesos cosméticos producidas por el complejo M. abscessus (8,9,10).

Otro aspecto que enfatiza la importancia clínica del complejo M. abscessus es la elevada resistencia a los quimioterápicos antituberculosos y a la mayoría de los agentes antimicrobianos, siendo este grupo bacteriano el más resistente a los antibióticos, considerándoseles un problema de salud pública (7,11). Adicionalmente, estas micobacterias fenotípicamente presentan perfiles de susceptibilidad variable a los antibióticos de uso habitual en la práctica clínica (7,12,13). Por consiguiente, existe la necesidad de identificar correctamente cada aislado y realizar los estudios de susceptibilidad antimicrobiana. En este contexto, a continuación se describirán los aspectos más relevantes y actualizados sobre la clínica y el diagnóstico microbiológico de la enfermedad pulmonar y de las infecciones de piel y tejidos blandos producidas por las especies del complejo M. abscessus.

Diagnóstico clínico

Enfermedad pulmonary. Se presenta particularmente en pacientes con cáncer de pulmón o con enfermedades subyacentes, tales como: la fibrosis quística, bronquiectasia, enfermedad pulmonar obstructiva crónica o individuos que previamente hayan tenido tuberculosis, entre otras (5). Se desconoce aún si existe un periodo de latencia tras la infección y generalmente la enfermedad es asintomática, pero de curso progresivo, y se manifiesta exacerbando los síntomas de la patología subyacente produciendo una disminución de la función pulmonar y deterioro de la calidad de vida. También puede complicarse y evolucionar a una insuficiencia respiratoria aguda (3). El establecimiento del diagnóstico clínico y microbiológico de la enfermedad pulmonar debida al complejo M. abscessus no es sencillo, puesto que el aislamiento de estos microorganismos a partir de muestras clínicas no es, en sí mismo, diagnóstico de la enfermedad (14). La Sociedad Americana de Tórax (ATS, del inglés American Thoracic Society) y la Sociedad de Enfermedades Infecciosas de América (IDSA, del inglés Infectious Diseases Society of America) han emitido un conjunto de criterios para diferenciar el aislamiento ocasional de micobacterias no tuberculosas (MNT), que incluyen las MCR, de la verdadera enfermedad pulmonar producida por este grupo de microorganismos, estas directrices comprenden la evidencia clínica, radiológica y microbiológica de la enfermedad (Tabla 1). De tal manera que es necesario evaluar en conjunto la condición fisiopatológica del paciente, los antecedentes epidemiológicos, el cultivo de un espécimen clínico representativo y/o el análisis histológico de una biopsia de tejido. Además, es importante la comunicación entre el médico y el microbiólogo para contribuir a optimizar el diagnóstico de laboratorio (3,14). En la tabla 2 se resumen el diagnóstico diferencial de la enfermedad pulmonar producidos por M. abscessus.

Tabla 1.

Resumen de los criterios diagnósticos para las infecciones pulmonares producidas por micobacterias no tuberculosas propuestos por la Sociedad Americana de Tórax.

MNT: micobacterias no tuberculosas; BAR: bacilos ácido-resistentes. Tomado de van Ingen, 2013 (14).

Infecciones de piel y tejidos blandos. Generalmente se originan posterior a un procedimiento quirúrgico, trauma u otras técnicas, tales como acupuntura, liposucción, mesoterapias, implantes mamarios, inyección de silicona, uso de catéteres intravenosos, entre otros (5,15). La sospecha diagnóstica se realiza de acuerdo con datos referenciales (inyecciones, heridas traumáticas o quirúrgicas, profesión u ocupación, exposición a agua o uso de sustancias contaminadas con MNT, etc.), las manifestaciones clínicas, la negatividad de los estudios microbiológicos tradicionales, además del inicio tardío de los síntomas (2 a 14 semanas) después del antecedente (8,15).

La presentación clínica es variable de acuerdo a la especie de MCR involucrada, las lesiones aparecen como pápulas eritematosas violáceas y pústulas que luego progresan a nódulos ulcerados. También se pueden observar abscesos subcutáneos piógenos con una reacción inflamatoria aguda, dermatitis, celulitis, foliculitis, úlceras y reacción inflamatoria crónica con formación de fístulas. Si bien las lesiones son más comunes en las extremidades inferiores, seguido de las extremidades superiores y tronco, algunas tienen una distribución particular como las relacionadas con procedimientos cosméticos (8,15,16,17,18). En la tabla 2 se resume el diagnóstico diferencial de las infecciones de piel y tejidos blandos producidos por M. abscessus.

Diagnóstico microbiológico

Incluye la observación microscópica directa de muestras clínicas, el cultivo, la identificación de las especies aisladas mediante técnicas fenotípicas, bioquímicas, cromatográficas o moleculares y las pruebas de susceptibilidad (7).

Recolección de muestras: Origen pulmonar. Un diagnóstico apropiado comienza con la recolección de una muestra de buena calidad. Un estudio aleatorio demostró que la correcta instrucción de los pacientes para la recolección adecuada de las muestras de esputo aumenta el rendimiento de la detección (27- 32%) en el examen directo de BAR para el diagnóstico de tuberculosis (TB). Es probable que este incremento pueda ser observado también en los pacientes con infecciones respiratorias por MNT (20).

Tabla 2.

Diagnóstico diferencial de la enfermedad pulmonar e infecciones de piel y tejidos blandos producidos por M. abscessus.

Un aspecto importante a considerar en el procesamiento microbiológico es la temperatura de almacenamiento de las muestras de origen respiratorio. Estudios comparativos señalan que el almacenamiento de muestras de esputo a temperatura ambiente afecta la viabilidad de M. tuberculosis (disminuye del 92% al 83%), por el contrario, a 4°C se observó una mejor preservación de este microorganismo y las baciloscopias positivas no mostraron variaciones (20). Por lo tanto, se recomienda mantener las muestras a dicha temperatura hasta el momento de su procesamiento. Hasta ahora no se ha determinado el efecto del retraso en el procesamiento de las muestras de esputo sobre los resultados de microscopía y cultivo para el aislamiento de MNT.

Muestras de piel y de tejidos blandos. Las muestras que ofrecen mayor probabilidad de aislamiento de las especies del complejo M. abscessus son el material de drenaje obtenido de abscesos cerrados y la biopsia tisular. Los aislamientos procedentes de la piel y de partes blandas suelen ser clínicamente importantes, a diferencia de lo que sucede con los aislados obtenidos a partir de muestras de origen respiratorio (15,21).

Una muestra de buena calidad debe recolectarse antes de iniciar un tratamiento empírico con antibiótico y se tomará únicamente de aquellas lesiones que presenten signos clínicos de infección, igualmente la cantidad de este material clínico debe ser adecuada evitando, en lo posible, la contaminación con la flora bacteriana comensal. En biopsias y heridas cerradas se recomienda desinfectar la piel con clorhexidina al 2%, etanol 70% o povidona yodada 10%. En este último caso, se debe dejar secar la solución y eliminar el exceso de yodo con etanol antes de iniciar la recolección de la muestra. En heridas abiertas, se aconseja eliminar el material necrótico y los tejidos desvitalizados y lavar “a chorro” con solución salina fisiológica estéril. No se recomienda tomar muestras superficiales mediante la utilización de una torunda o hisopado, debido a que los aislamientos en la superficie de la herida pueden no reflejar exactamente los microorganismos que se encuentran en la profundidad de la misma (21).

En el caso de abscesos cerrados, se recomienda aspirar el material purulento con una jeringa, preferiblemente a través de una zona de piel sana. Si así no se obtiene muestra, se puede inyectar solución salina fisiológica estéril en el tejido subcutáneo e intentar volver a aspirar. Una vez realizada la aspiración, se debe expulsar el aire, tapando la aguja con una gasa estéril impregnada en alcohol para eliminar el riesgo de aerosoles. Posteriormente, se cambia la aguja por otra estéril y se inocula parte del contenido en medios de cultivos selectivos y no selectivos –los cuales se describirán más adelante– y la otra porción de la muestra se utilizará para realizar extendidos en láminas portaobjetos para ser teñidos y observados en el microscopio. En el caso de muestras de tejidos obtenidos mediante biopsias, se recomienda obtener suficiente muestra, evitando las zonas necróticas. Estas muestras pueden obtenerse mediante punción- aspiración (biopsia con sacabocados, también llamada punch), o mediante procedimiento quirúrgico abierto (21).

Observación microscópica. Proporciona el primer indicio de la presencia BAR, característica que ayuda en la detección inicial y conjuntamente con los datos clínicos puede orientar el diagnóstico presuntivo de micobacteriosis sin establecer diferencias entre las distintas especies de este grupo bacteriano (7,22). En muestras obtenidas de lesiones cutáneas o subcutáneas, a diferencia del esputo, la utilidad de las tinciones es limitada debido al recuento bajo de BAR (7,15). Frecuentemente se utilizan 2 técnicas de tinción: coloración con fluorocromo y la coloración de Zielh-Neelsen (ZN), en ambas técnicas los colorantes auramina y carbolfucsina se unen al ácido micólico de la pared celular de las micobacterias, por consiguiente, los BAR se observan de color amarillo brillante o fucsia, respectivamente (22).

La coloración con fluorocromo presenta una baja sensibilidad (22%) y una elevada especificidad (99,2%) con respecto a la técnica convencional de ZN debido a que los tejidos no específicos o detritos celulares pueden ser confundidos con bacilos al utilizar un objetivo de bajo aumento (25X), por lo que se recomienda recurrir a una magnificación mayor (40X) para confirmar cualquier forma bacteriana sospechosa. Por otra parte, una de las principales ventajas de la auramina es la reducción hasta cuatro veces del tiempo para la valoración del examen microscópico (22,23).

Estudios histopatológicos.Microscópicamente en biopsias tejido cutáneo se observa un patrón nodular o granulomatoso difuso y en la mayoría de los casos (91,3%) se aprecia una reacción granulomatosa supurativa sin caseificación. En pacientes con infección por M. abscessus se han reportado lesiones mixtas con abscesos rodeados por las células gigantes de Langhans y células epitelioides en el 80% de las biopsias analizadas. Sin embargo, en el 82% de los casos donde se observaron espacios vacuolares dentro de los abscesos rodeados de células inflamatorias la presencia de BAR solo alcanzó el 27% (16).

Descontaminación. Las muestras clínicas que naturalmente no son estériles (esputo, lavado broncoalveolar, heces, etc.), deben ser sometidas a la acción de un reactivo descontaminante, con la finalidad de disminuir la flora habitual de esas regiones anatómicas y facilitar el aislamiento de las micobacterias. En la Tabla 3 se resumen algunos métodos de digestión y descontaminación empleados en la práctica clínica. Las muestras como líquido cefalorraquídeo, sinovial y otros líquidos corporales que normalmente son estériles no necesitan ser descontaminados antes de ser cultivados (14,22,24).

Medios de cultivo. El cultivo primario de las micobacterias debe incluir un medio de cultivo no selectivo y otro selectivo, este último suplementado con antimicrobianos para evitar el crecimiento excesivo de bacterias y hongos contaminantes (22). Las especies del complejo M. abscessus puede crecer en medios de cultivos enriquecidos (ej. agar sangre) o medios básicos, tales como: agar tripticasa soya, agar infusión cerebro-corazón (BHI), agar Müller Hinton, entre otros (24). Además, existen tres formulaciones generales específicas para micobacterias que pueden emplearse:

Medios de agar semisintéticos (Middlebrook 7H10 y 7H11). Contienen sales definidas, vitaminas, cofactores, ácido oleico, albúmina, catalasa, glicerol, glucosa y verde de malaquita para inhibir otras bacterias. Estos medios de cultivo se emplean para observar la morfología de las colonias, realizar las pruebas de susceptibilidad y, cuando se añaden antibióticos, son utilizados como medios selectivos (22).

Medios a base de huevo (Löwenstein-Jensen, Petragnani, Ogawa Kudod, medio ATS, entre otros). Contienen sales definidas, glicerol, verde de malaquita y sustancias orgánicas complejas, tales como huevo fresco, harina de papa y otros ingredientes en combinaciones diversas (22).

Medios en caldo (Middlebrook 7H9 y 7H12). Favorecen la proliferación de inóculos pequeños y son recomendados para todas las muestras. Estos medios de cultivo se suplementan con sustratos de enriquecimiento, tales como: albúmina, dextrosa, estearato de polioxietileno, catalasa, ácido oleico (OADC, del inglés oleic acid, albumin, dextrose, catalase) e inhibidores para bacterias y hongos (PANTA: polimixina B, anfotericina B, ácido nalidíxico, trimetroprim,y azlocilina). Generalmente, los cultivos se procesan en sistemas de incubación y lectura automatizados como: BACTEC 460TB, BACTEC MGIT 960, MB/Bact Alert 3D, ESP Culture System II, entre otros, cuyas características se describen en la Tabla 4 (7,22).

Tabla 3.

Métodos de digestión y descontaminación de muestras.

Tomado de van Ingen, 2013 (14); Alcaide et al., 2005 (25); Whittier et al., 1997 (26).FQ: fibrosis quística.

Identificación

Métodos convencionales. La diferenciación entre especies micobacterianas se basa en la observación de las tasas de crecimiento, morfología de las colonias, capacidad de producción de pigmentos, forma y propiedades tintoriales (ZN) y rasgos fenotípicos (pruebas bioquímicas). Sin embargo, estos métodos requieren con frecuencia de 6 a 8 semanas para determinar la identificación (7). Algunas pruebas bioquímicas incluyen: crecimiento en el medio de cultivo primario menor a 7 días, ausencia o presencia de pigmentación, crecimiento entre 30°C y 35°C, producción de arilsulfatasa a los 3 días, nitrato reductasa, ureasa, hidrólisis del tween 80, prueba de absorción de hierro, tolerancia al cloruro de sodio (5%), crecimiento en agar Mac Conkey sin cristal violeta y utilización de manitol, inositol, sorbitol y citrato (7,22).

La identificación por métodos fenotípicos puede generar resultados ambiguos o erróneos debido a que las técnicas son pocos reproducibles y requieren períodos prolongados de incubación. Por otra parte, la expresión fenotípica puede ser variable inter e intra- especie y no permite distinguir entre especies pertenecientes al mismo complejo, por tal razón en la actualidad estos métodos son poco utilizados (30). La susceptibilidad antimicrobiana y el análisis de ácidos micólicos mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) también se han utilizado para diferenciar a algunas especies de MCR. Estos métodos tienen una capacidad discriminatoria limitada, convirtiéndose en técnicas anacrónicas (31,32). La importancia de un diagnóstico precoz ha motivado el desarrollo de técnicas nuevas sensibles y específicas que sustituyen con ventaja la microscopía, poco específica y sensible, y superan la lentitud e inconvenientes del cultivo microbiológico. A continuación se exponen algunas de estas técnicas:

Tabla 4.

Sistemas de detección automatizados y semiautomatizados para el cultivo de micobacterias.

Tomado de Alcaide et al., 2005 (25); Cansal, 2003 (27); De Juan Ferré, 2005 (28); Cortes, 2009 (29).

Métodos no convencionales

Técnicas moleculares. Debido a las limitaciones que presentan los métodos convencionales, se ha recurrido a los sistemas de taxonomía molecular que se aplican a la clasificación y al estudio filogenético de estos microorganismos. Estas técnicas son más rápidas, sensibles, precisas y no son modificables por condiciones ambientales (30). Entre los métodos moleculares destacan los basados en la reacción de cadena de la polimerasa (PCR del inglés polymerase chain reaction), los cuales presentan una alta sensibilidad y especificidad cuando se acompañan de otras técnicas como: el estudio de polimorfismo genético generado por la digestión con enzimas de restricción, la hibridación con sondas específicas o la amplificación y secuenciación de cadenas nucleotídicas (24,30,31).

Análisis del polimorfismo en los fragmentos de restricción del gen hsp65 (PRA del inglés PCR Restriction fragment length polymorphism analysis). Se fundamenta en la amplificación por PCR de un fragmento de 439 pb del gen hsp65 que codifica para una proteína de shock térmico. El producto es sometido a la acción de dos enzimas de restricción BstEII (a 60°C por 60 min.) y HaeIII (a 37° C por 60 min.) (fig. 1). El patrón de bandas obtenido se compara con algoritmos disponibles en una base de datos (http://app.chuv.ch/prasite/index.html), lográndose identificar la mayoría de las especies aisladas en 4 - 5 horas a partir de pocas colonias crecidas en medios de cultivo sólidos o líquidos. Un posible inconveniente puede ser la variabilidad genética de algunas cepas, que puede resultar en patrones de bandas desconocidos o no descritos anteriormente (33,34).

Figura 1.
Esquema general del análisis del polimorfismo de los fragmentos de restricción (PRA).

El perfil de restricción divide al complejo M. abscessus en 2 grupos: M. abscessus tipo I (BstEII, 245/220 pb; HaeIII, 160/60 pb) y M. abscessus tipo II (BstEII, 245/220 pb y HaeIII, 210/60 pb). Para la diferenciación de las especies se requiere de la secuenciación del ARNr16S u otra técnica molecular adicional para la identificación definitiva (34).

Una variante de la técnica de PRA fue descrita por Shin et al. (35), quienes evaluaron la utilidad de este método empleando el gen tuf que codifica para un factor de elongación Tu (EF-Tu), el cual es esencial para la actividad biológica de ARNmt (ARN-mensajero- transferencia o ARN10S). El PRA-tuf produjo 43 patrones de restricción con la enzima de restricción HaeIII, de los cuales 35 (81,4%) fueron patrones únicos para las especies de MNT estrechamente relacionadas. En el caso del complejo M. abscessus el fragmento (744 pb) digerido con HaeIII origina un patrón de 557/84/58 pb y la digestión con MboI permite la separación entre M. abscessus (295/262/101 pb) y M. bolletii (399/262 pb). De tal manera que el algoritmo de restricción utilizando el gen tuf es una herramienta que presenta mayor ventaja que el PRA clásico para la identificación de especies de MNT.

Análisis del número variable de repeticiones en tándem (VNTR del inglés variable-number tandem repeat). Esta técnica se basa en que muchos genes bacterianos o regiones intergénicas contienen locus de ADN repetitivos, cuyo número de unidades repetidas o copias puede variar entre las cepas. Esta regiones VNTR se han identificado esencialmente en todas las especies de procariotas y eucariotas y se han utilizado con éxito para la tipificación e identificación molecular, incluyendo cepas de micobacterias (36,37). En la figura 2 se muestra un esquema general de esta metodología.

Choi et al. (37) desarrollaron un método de PCR doble basado en VNTR para discriminar entre las especies del complejo M. abscessus. Los cebadores diseñados por estos investigadores evitan el solapamiento entre la amplificación de los dos locus designados VNTR11 (repetición en tándem de 33 pb) y VNTR23 (22 pb). En la caracterización con VNTR11, M. abscessus mostró 4 copias de diferentes longitudes (212 a 278 pb), mientras que solo una unidad repetida de 179 pb fue observada en M. massiliense y M. bolletii. Con VNTR23, M. abscessus y M. bolletii mostraron 2 copias (196 o 217 y 196 pb, respectivamente), por el contrario, las cepas de M. massiliense fueron negativas para VNTR23.

Figura 2.
Esquema general del análisis del número variable de repeticiones en Tándem (VNTR)

Hibridación con sondas moleculares. Se utilizan sondas comerciales de ADN (AccuProbe®, GenProbe Inc., San Diego, Estados Unidos) no radiactivas que hibridizan con el ARNr micobacteriano de forma rápida (2h) y específica. Aunque no hay disponibilidad del uso de sondas moleculares para la identificación del complejo M. abscessus, su aplicación está limitada a los complejos M. tuberculosis y M. avium (MAC) así como para las especies M. intracellulare, M. gordonae y M. kansasii (38).

Amplificación y detección en tiempo real del gen hsp65.Estos métodos se basan en la realización simultánea de la amplificación de una zona diana específica y el reconocimiento de ésta mediante hibridación que, a su vez, es detectada y cuantificada mediante el uso de diversos fluorocromos. Las mayores ventajas residen en su rapidez (3h) y en las posibilidades futuras de aplicación para un amplio abanico de especies, así como en la detección e identificación directa a partir de muestras clínicas. En la actualidad, existen diversos sistemas de amplificación y marcaje, BDProbeTec® ET (Becton Dickinson, Sparks, Estados Unidos), LightCycler® (Roche Molecular Biochemicals, Mannheim, Alemania) y ABI Prism 7700® con sondas TaqMan® (PE Applied Biosystems, Foster City, Estados Unidos) (25).

Recientemente, un ensayo de PCR con sonda de ácidos nucleicos peptídicos (PNA) en tiempo real fue desarrollado para el diagnóstico de micobacterias. Los PNA tienen propiedades de hibridación, química, térmica y de estabilidad biológica más favorables debido a su naturaleza y se han aplicado ampliamente como herramienta de diagnóstico en la biología molecular. Específicamente, para la identificación de micobacterias se emplea un PNA multi-sonda dirigida al gen hsp65 en una PCR en tiempo real (hsp65 PNA RT-PCR). El método tiene una sensibilidad del 99,6% y permite la diferenciación de las especies o niveles de genotipo del complejo M. abscessus (39).

Tabla 5.

Características de la secuencia del gen erm(41) y de la región aguas arriba de M. abscessus, M. bolletii y M. massiliensea

a: Secuencia referencia MAB30 (GenBank EU590129.1); b: Sistema de numeración del gen erm(41), con codón de inicio GTG como 1; c: sin nucleótido en esta posición debido a la eliminación de 276 pb. Tomado de Bastian et al. (41).

Amplificación y secuenciación de regiones específicas de ADN. Se basa en la amplificación, mediante PCR u otro sistema, de una zona de ADN blanco (diana) y análisis post-amplificación mediante secuenciación. En las micobacterias existen regiones bien conservadas del ADN propias del género que flanquean regiones hipervariables específicas para cada especie. En la actualidad, la identificación de las especies del complejo M. abscessus depende exclusivamente de un análisis múltiple de secuencia de varios genes blancos que incluyen rpoB (subunidad β de la ARN polimerasa), hsp65, gnd (6-fosfogluconato dehidrogenasa), glpK (glicerol quinasa), secA (proteína esencial), dnaJ (proteína que induce choque térmico), recA (proteína de recombinación), gyrA, gyrB (ADN girasa), sodA (superoxido dimutasa) y un fragmento de 350 pb del gen que codifica para el ARNr16S (37,40). En el 2011, Bastian et al. (41) identificaron una serie de características de secuencia del gen erm(41) y la región aguas arriba del mismo que son específicas de especie y pueden ser utilizadas para la diferenciación de los miembros que conforman el complejo M. abscessus (Tabla 5). En todos los casos la secuencia nucleotídica generada es comparada con las descritas en las bases de datos del GenBank o RIDOM.

Técnicas no moleculares

Técnica de desorción/ionización láser asistida por matriz utilizada en espectrometría de masas (MALDI-TOF del inglés matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight). Se basa en la comparación de los patrones de espectrofotometría de masas, principalmente se utilizan las proteínas ribosomales específicas para bacterias y hongos que se comparan con una base de datos (MALDI Biotyper library). Tiene una amplia aceptación en los laboratorios de diagnóstico, ya que permite la caracterización en forma rápida y económica. Se han obtenido buenos resultados en relación con la identificación de especies de Mycobacterium, incluyendo MNT. Las limitaciones importantes del método son la falta de optimización en la preparación de la muestra para micobacterias y una base de datos incompleta o no actualizada (32,42).

En el estudio realizado por Kodana et al. (43) se identificaron 75 aislados clínicos de MNT mediante PCR, hibridación ADN-ADN (DDH) y el método MALDI-TOF MS. La identificación de las especies fue concordante en 71 (94,5%) de las 75 cepas, lográndose identificar M. avium, M. intracellulare, M. kansasii, M. abscessus, M. fortuitum, M. gordonae y M. chelonae. Dos aislados mostraron resultados discordantes por el método DDH y por análisis de la secuencia del ARNr16S, los cuales fueron caracterizados como M. terrae y M. arupense, respectivamente, ambos no pudieron ser identificados por el método MALDI-TOF MS, por lo tanto, la identificación de algunas especies de micobacterias poco frecuentes aún no es posible por este método.

Pruebas de susceptibilidad in vitro. Actualmente no hay un consenso sobre las conductas terapéuticas para el tratamiento de las infecciones por especies del complejo M. abscessus, de manera que las pruebas de susceptibilidad se han convertido en la herramienta de apoyo fundamental para dirigir la antibióticoterapia más adecuada y eficaz de acuerdo a las características clínicas y epidemiológicas de cada caso (44). La prueba estándar para determinar la susceptibilidad de MCR a los antibióticos es la concentración inhibitoria mínima (CIM) mediante la técnica de microdilución en caldo (MDC). Este procedimiento de referencia recomendado por el Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) se realiza en placas de 96 pozos con caldo Müeller-Hinton ajustado catiónicamente. La concentración final del inóculo microbiano en cada pozo es de 1×10⁴ a 5×10⁴ UFC/mL. Los antimicrobianos que el CLSI sugiere ensayar son: macrólidos, aminoglucósidos, fluoroquinolonas, cefoxitina, imipenem, linezolid, tigeciclina, doxiciclina, minociclina y trimetoprima- sulfametoxazol (7,45).

Lee et al. (46) evaluaron la eficacia del método MDC modificado, el cual utiliza el 2,3-difenil-5-tienilo (2)-cloruro de tetrazolio (STC), como un indicador de oxido- reducción que cambia a un color rosado intenso cuando hay crecimiento bacteriano. Con este método se obtuvieron criterios de valoración precisos, la lectura de CIM se realizó con facilidad y la técnica fue de bajo costo. Igualmente, García de Carvalho, et al. (47) realizaron un estudio de microtitulación con resazurina (REMA) comparándolo con la técnica de referencia (MDC) para la determinación de la susceptibilidad a claritromicina en cepas del complejo M. abscessus. Los resultados fueron 100% concordantes entre las dos técnicas y el uso de REMA simplificó la lectura de las pruebas.

A pesar de la utilidad del MDC y de ser la técnica de referencia, uno de sus inconvenientes es la dificultad de realizarla en la mayoría de laboratorios asistenciales; la relativa lentitud de los laboratorios de referencia puede ser un inconveniente a la hora de tratar pacientes con enfermedades graves. Es necesario, disponer de un método más accesible y rápido. La técnica comercial E-test, ha resultado ser atractiva para este propósito. Varios estudios han reportado una concordancia del 95% dentro de ± 2 log₂ con respecto al MDC (48). Sin embargo, la desventaja se encuentra en la lectura y la reproducibilidad que se originan de las variaciones en el crecimiento de las diferentes micobacterias, particularmente en cuanto al tamaño de las colonias y el tiempo de desarrollo (49).

Conclusiones

El incremento en la frecuencia de las infecciones por MCR, particularmente, requiere de la atención de los médicos, ya que los cuadros clínicos que pueden causar estas micobacterias pueden ser muy variados en su presentación y severidad. Un diagnóstico equivocado y una terapia inadecuada de las infecciones causadas por especies del complejo M. abscessus pueden llevar a la cronicidad de la infección y/o complicaciones graves. Por lo tanto, es importante complementar los hallazgos clínicos con un diagnóstico microbiológico preciso y oportuno, así como determinar la susceptibilidad antimicrobiana para el manejo correcto de las infecciones producidas por el complejo M. abscessus.

Conflicto de interés

Los autores declaran no tener ningún conflicto.

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Notas de autor

Información adicional

Como citar este artículo: Ramírez A, Araque M. Aspectos clínicos y microbiológicos de las infecciones producidas por el complejo Mycobacterium abscessus. Avan Biomed 2017; 6: 120-32.

PII: S2477-9369(16)06017-R