HTML

ePub

PDF

INTRODUCCIÓN

Los estudios de la reproducción humana han aumentado notablemente con las técnicas de reproducción asistida como la inseminación intrauterina, fertilización in vitro, inyección intracitoplasmática del espermatozoide y criopreservación de muestras seminales, entre otras (1).

La criopreservación de espermatozoides se lleva a cabo mediante congelamiento de las muestras seminales con el empleo de nitrógeno líquido hasta alcanzar una temperatura extrema de -149°C tratando de mantener después del congelamiento su integridad fisiológica (2), en especial la movilidad espermática (3). Para preservar la integridad celular ante un cambio tan brusco de temperatura se requiere del uso de crioprotectores adecuados para minimizar la pérdida de agua dentro del espermatozoide y la formación de cristales intracelulares que dañarían las estructuras de la célula (4).

Cualquier muestra destinada para criopre servación, debe someterse a pruebas y controles de calidad seminal, entre ellas están la prueba de movilidad espermática, concentración espermática e integridad de estructuras fundamentales del espermatozoide como la cromatina, la membrana plasmática y el acrosoma (5), pero muy pocos estudios toman en cuenta el efecto de la hiperviscosidad seminal en la criopreservación. La hiperviscosidad del semen (HVS) se ha asociado con reducción de la movilidad espermática que impide la progresión normal de los espermatozoides a través del tracto genital femenino. (6).

Del mismo modo, la HVS conduce a dificultades técnicas en el manejo de las muestras; por ejemplo, cuando se capacita la muestra de semen en la fertilización in vitro (FIV) (7). Un estudio demostró que las muestras seminales hiperviscosas tenían niveles de fructosa reducidos y se asociaban con disfunción de las vesículas seminales (8). La HSV se ha asociado con cambios en la secreción de proteínas del epidídimo, vesículas y de próstata, que generan aumento en la filancia, la cual se incrementa a medida que se extiende la inflamación en las glándulas accesorias (prostatitis <prostato-vesiculitis <prostato-vesículo-epididimitis) (9). En un estudio se evidenció que la presencia de algunos microorganismos en semen se asociaba con disfunción de las glándulas accesorias masculinas y descenso en sus marcadores bioquímicos glandulares. La medida de los marcadores fructosa, ácido cítrico y alfaglucosidasa neutra de manera oportuna junto al diagnóstico microbiológico, permiten orientar más acerca de la propagación de la infección y la selección de la terapia más eficaz (10).

Uno de los aspectos más importantes del espermograma es la movilidad espermática, la cual depende del movimiento flagelar del espermatozoide y se ha correlacionado directamente con la fertilidad, lo que le permite avanzar progresivamente a través del cuello uterino y ampolla del oviducto para penetrar en el ovocito y fecundarlo (11). La movilidad espermática se ha encontrado reducida en muestras con elevada viscosidad con reducción en los niveles de marcadores bioquímicos glandulares (12,13).

Por otra parte, la integridad del acrosoma espermático está asociada con la capacidad fecundante del mismo, y es indispensable para la reacción acrosómica que permite el ingreso del material genético del espermatozoide al interior del óvulo (14,15). Pocos estudios se han enfocado en el proceso de reacción del acrosoma del espermatozoide humano y su relación con las infecciones. Se ha reportado que las infecciones por C. trachomatis alteran la capacitación espermática y la reacción del acrosoma (16). También se ha demostrado que la presencia de microorganismos patógenos inducen la reacción prematura del acrosoma a través de un mecanismo dependiente de calcio (17).

Otros hallazgos afirman el hecho de que la criopreservación de los espermatozoides humanos disminuye la movilidad, la vitalidad y la integridad del acrosoma, entre otros (18). En virtud de lo expuesto se establecieron como objetivos comparar la integridad acrosómica y movilidad espermática antes y después de la criopreservación, así como comparar la integridad del acrosoma, la movilidad, los marcadores bioquímicos de glándulas accesorias y la presencia de microorganismos en muestras seminales con y sin hiperviscosidad.

PACIENTES Y MÉTODOS

Se realizó un estudio de tipo trasversal en 60 individuos subfértiles que acudieron al Centro de Infertilidad referidos de la consulta de infertilidad y de urología para la evaluación seminal. Las características seminales se evaluaron de acuerdo al 5° Manual de la Organización Mundial de la Salud (OMS) (19). Los pacientes firmaron el consentimiento siguiendo los lineamientos establecidos en la Declaración de Helsinski para investigación en humanos reseñados en el código de Bioética y Bioseguridad del FONACIT (20). Como criterios de exclusión se consideraron muestras con oligozoospemia severa, azoospermia, hemospermia, criptozoospemia, hipospermia, necrozoospermia y astenozoospermia severa.

Antes del congelamiento cada muestra fue evaluada de la siguiente manera:

Espermograma

A) análisis macroscópico (licuefacción, aspecto, volumen y pH) (19). La viscosidad se evaluó semicuantitativamente una hora después de la eyaculación mediante el aspirado suave del semen en una pipeta Pasteur, midiéndose la filancia del semen al gotear, asignando el valor de 0 cuando era nula o menor a 2 cm; 1: leve (longitud de hilo> 2 cm y ≤ 4 cm), 2 moderada (> 4 cm y ≤ 6 cm) y 3 severa (> 6 cm) (21). B) Análisis microscópico (movilidad, concentración y vitalidad espermática) (19).

Evaluación microbiológica del semen libre de plasma seminal para el descarte de cocos y bacilos aeróbicos y microaerófilos facultativos

A). siembra en placas de agar para el descarte de Enterobacterias, Neisseria gonorroheae, Streptococcus sp y Staphylococcus sp. B) Cultivos en pozos de Mycoplasmas M. hominis y U. urealyticum: El semen fue diluido 1:10 en solución salina fisiológica estéril y sembrado en pozos con medio enriquecido A7 (Mycoplasma System Plus, Diagnostici Liofilchem).

Determinación de anticuerpos (Acs) anti Chlamydia

anticuerpos locales IgA con un estuche comercial (Sero ELISA; Savyon, Beer-Sheva, Israel) (22).

Análisis bioquímico de marcadores glandulares

fructosa, fructosa corregida verdadera, 1,4 α-glucosidasa neutra y ácido cítrico (23).

Integridad acrosómica

se determi nó usando el colorante comercial Sperm stain™-Fertipro nv, en un fino frotis con semen sin diluir, considerándose positivos aquellos que mantenían el acrosoma intacto y negativos aquellos que no presentaban membrana acrosomal externa porque habían tenido reacción prematura del acrosoma (Fig. 1). El recuento celular se llevó a cabo, por duplicado, en 200 células en cada paciente (24).

Para la congelación del semen se utilizó un crioprotector comercial Quinn´s Advantage® Sperm Freeze, siguiendo las instrucciones del fabricante (25). La descongelación de los viales se realizó a los 30 días, en un baño de María a una temperatura de 30 a 35 °C. Se mezcló 1:1 semen descongelado con buffer PBS pH 7,2; las mezclas se centrifugaron a 800 rpm. durante 7 minutos, y del sobrenadante se extrajo el crioprotector quedando el sedimento en el fondo, el cual fue resuspendido hasta 1 mL con el buffer. Se les realizó el análisis microscópico (concentración, movilidad y recuperación de espermatozoides móviles: REM) (26) y se realizó un frotis de la suspensión de espermatozoides fijar, colorear y cuantificar la integridad acrosómica.

Estadística

Se utilizó el sistema estadístico IBM SPSS Stadistics 21 con una significancia estadística de 0,05; se realizó análisis de varianza ANOVA, t de Student y coeficiente de Pearson para correlacionar diversas variables aleatorias cuantitativas.

RESULTADOS

Después del proceso congelamiento-descongelamiento de las muestras sometidas a criopreservación se observó una disminución significativa de la movilidad espermática en las siguientes categorías: Progresivos PR: (54,4 ± 15,4 a 28,9 ±14,9; p ≤ 0,05); No-progresivos NP: (7,1 ± 3,9 a 5,2 ±3,1; p ≤ 0,05); Vitalidad: (73,6 ± 11,1 a 46,8 ±11,1; p ≤ 0,05), e Integridad del acrosoma: (57,4,6 ± 17,5 a 47,6 ±15,9; p ≤ 0,005). Estos resultados reflejaron, simultáneamente, un aumento de los espermatozoides inmóviles (IM). (Fig. 2).

Con respecto a la frecuencia de la HVS de las 60 muestras analizadas, 22 de estas (36,6%) mostraron hiperviscosidad HVS(+), mientras que 38 muestras (63,4%) tenían viscosidad nula HVS(-). En 22 muestras con HVS(+) se identificaron microorganismos en 15 casos, siendo C. trachomatis y U. urealyticum los gérmenes más frecuentes; en las 38 con HVS(-) se identificaron microorganismos en 5 casos, siendo más frecuente la presencia de Staphylococcus sp (Tabla I).

En la Fig. 3 se muestran los valores promedio de movilidad (progresiva y no progresiva) y la vitalidad en los grupos HVS(+) y HVS(-) entre los cuales no se observaron diferencias; no obstante, al evaluarse la integridad del acrosoma (Spermac stain) se encontró que en las muestras HVS(+) fue más baja que en las muestras HVS(-) (p≤0,005).

Al analizar la concentración espermática/ mL y la concentración de espermatozoides progresivos/mL, no se encontraron diferencias en tre los grupos HVS(+) y HVS(-). Al congelarse y descongelarse las muestras de semen, en el sedimento libre de criopreservante se determinó la recuperación de espermatozoides móviles, siendo significativamente menor en las muestras HVS(+) con respecto a las HVS(-) (p≤0,005).

Al comparar los marcadores bioquímicos glandulares en los grupos con y sin hiperviscosidad, no se observaron diferencias entre los grupos con respecto a los marcadores de vesículas seminales (fructosa y FCV) ni en las de epidídimo El ácido cítrico (marcador de próstata) fue el único marcador glandular que se encontró significativamente inferior en las muestras con HVS (p≤0,002) (Tabla II).

Se midieron en los grupos HSV(+) y HSV (-) el número de espermatozoides/mL (118,0 ± 64,8 vs. 108,1± 60,1), la concentración de células redondas/mL (2,90 ± 2,8 vs. 2,2± 1,4) y la concentración de leucocitos/mL (1,33±1,30 vs. 0,96 ±0,72) sin encontrarse diferencias estadísticamente significativas entre ambos. Se observó aumento de los leucocitos en las muestras HVS(+), pero el valor de sus desviaciones estándares redujeron su diferencia estadística; sin embargo, al asociarse por separado la integridad del acrosoma con los parámetros del espermograma (concentración/mL, células redondas/mL y leucocitos/mL), se encontró que la integridad del acrosoma guardaba relación directa con la

concentración de espermatozoides/mL, mientras que la viscosidad mantenía una relación inversa con los acrosomas, íntegros tanto antes como después del congelamiento (Tabla III).

En cuanto a los marcadores de las glándulas accesorias y su relación con la integridad acrosómica, se encontró que el marcador bioquímico de vesículas seminales, fructosa, no guardó relación con la integridad del acrosoma en semen recién eyaculado ni después de ser descongelado; los niveles de ácido cítrico (marcador de próstata) si mostraron relación significativa con la integridad del acrosoma en espermatozoides frescos y descongelados. Con respecto a la actividad de la α-glucosidasa neutra, ésta no guardó relación con la integridad acrosómica antes ni después del proceso de criopreservación (Tabla IV).

DISCUSIÓN

En este estudio se evaluaron las características seminales que reducen la recuperación espermática en los procesos de congelamiento y descongelamiento seminal. Al descongelarse las muestras de semen se observó reducción significativa del porcentaje de espermatozoides progresivos (PR), no-progresivos (NP) y viables en todas las muestras; dichos resultados concuerdan con otros estudios que reportan el impacto de la baja temperatura sobre la calidad del semen humano (18). Cabe destacar que la membrana mitocondrial involucrada en el sistema motriz del flagelo espermático se ve afectada por la refrigeración (27,28).

La bacteriospermia tanto por microorganismos saprofíticos como patógenos es más frecuente en las muestras hiperviscosas. Aunque el screening infeccioso ha sido ampliamente sugerido en los bancos de semen para el descarte de los microorganismos más comunes de infecciones de transmisión sexual, tales como: Treponema pallidum y los virus de inmunodeficiencia humana y hepatitis (B y C), la detección de otros patógenos bacterianos en semen es subestimada, pudiendo estar presentes otros microorganismos saprofíticos y patógenos en los procesos de criopreservación seminal (29), especialmente en las muestras hiperviscosas, las cuales pueden estar infectadas por bacterias patógenas. Se ha demostrado que la viscosidad seminal a menudo se asocia con infección prostática por Chlamydia trachomatis la cual reduce la movilidad espermática aunque no se alteran los demás parámetros del espermograma; tales cambios logran ser revertidos si son tratados adecuadamente con antibióticos (30). El manejo terapéutico de la HVS con el uso de antibióticos ha mostrado resultados favorable en el la mayoría de los casos al erradicar la infección. Por lo general la HVS asociada a prostatitis crónica puede revertirse, aumentando además la movilidad espermática y descendiendo la concentración de leucocitos y de citocinas proinflamatorias. Cerca de un tercio de los casos de HVS que no responden al tratamiento pueden tener concentraciones bacterianas muy elevadas o con compromiso de otras glándulas que no mejoran la movilidad espermática con la antibióticoterapia (21,31).

El congelamiento y descongelamiento puede activar el proceso de reacción acrosómica, lo que ayuda a explicar uno de los mecanismos que disminuyen la capacidad fecundante del espermatozoide por reacción prematura, tal como como ha sido descrito en otros estudios (32,33). Esto podría ser explicado por una desestabilización a nivel de la membrana, producto del congelamiento, que afecta la composición lipídica de la bicapa, lo cual causaría que el calcio se encuentre más permeable y, por tanto, entraría al espermatozoide iniciando la capacitación y, en consecuencia, la reacción acrosómica (18,34). El aumento de la reacción acrosómica es sinónimo de baja tasa de fertilidad, ya sea pre o post descongelado. Dado que el acrosoma contiene las enzimas necesarias para que el espermatozoide pueda penetrar y fertilizar el ovocito, a menor daño acrosomal durante la criopreservación, mayor seria la tasa de fertilidad resultante (35).

Se ha demostrado que la presencia de ciertos gérmenes en semen pueden alterar los marcadores glandulares. La evaluación microbiológica y bioquímica del semen podría orientar más acerca de la propagación de la infección y permitir la selección de la terapia más eficaz (10). En el presente estudio se encontró una relación directa entre concentraciones normales de citrato e integridad acrosómica post descongelamiento. El ácido cítrico es un marcador prostático, el cual es regulado por la testosterona y su descenso puede asociarse con infección (36,37).

Los resultados obtenidos indican una relación directa entre la concentración de ácido cítrico en el plasma seminal y la integridad acrosómica en las muestras descongeladas, esto se debe a que en el momento de la criopreservación los espermatozoides se vuelven más permeables al calcio iónico, el cual es el principal inductor de la reacción acrosómica (15,33); si la muestra posee niveles elevado de ácido cítrico, aumenta la captura del calcio iónico y disminuye la inducción de la reacción acrosómica. El ácido cítrico es uno de los aniones más importantes; tiene alta afinidad por el calcio iónico, el magnesio y el zinc de allí su descenso tendría menor efecto contrarregulador en la reacción acrosómica prematura (38,39).

Se ha demostrado un aumento de citocinas proinflamatorias IL-6, TNF-α, IL-10 y EROS en muestras hiperviscosas, sobre todo cuando se inflama más de una glándula como es el caso de la prostato-vesiculitis; así, cuando la inflamación se extiende hacia las vesículas seminales aumenta la viscosidad y la producción de EROS (40). Tambien se ha demostrado que la hiperviscosidad es una causa de infertilidad de tipo post testicular que afecta la movilidad y probablemente la reacción del acrosoma, aunque no se ha demostrado su relación con cromatina espermática (41).

Se encontró que la movilidad era más baja en las muestras hiperviscosas, estos resultados fueron similares a los encontrados por Layali y col. (42) quienes encontraron, además de la movilidad, un descenso significativo en las formas normales y de la concentración espermática con un aumento de la peroxidación lipídica.

A menudo, se ha observado HVS en el semen hombres subfértiles, en los que su movilidad es reducida por un “efecto de captura”; por otra parte, se ha relacionado la HVS seminal con infecciones del tracto genital masculino, mayormente entre HVS por Ureaplasma urealyticum; así como también se ha encontrado relación con inflamaciones del tracto genital masculino. Apesar de estas relaciones se ha llegado a la conclusión de que la HVS no se debe solo a un factor etiopatógenico, sino más bien a varios factores (bioquímicos, microbiológicos, obstructivos, enzimáticos y genéticos) que actúan en sinergia para aumentarla (21); conociendo esto es de esperarse que una muestra con HVS, conjuntamente con baja calidad seminal, sea un factor predisponente para que la muestras tengan un bajo porcentaje de integridad acrosómica.

En este estudio se demuestra una relación inversa entre la viscosidad seminal e integridad acrosómica y movilidad en las muestras pre congeladas; es decir, a mayor viscosidad menor integridad acrosómica y menor cantidad de espermatozoides progresivos, por lo tanto se puede considerar el efecto deletéreo de la viscosidad seminal sobre la calidad del semen, la fisiología espermática y posiblemente sobre su capacidad fecundante; de manera que las muestras con viscosidad elevada cualquiera sea su causa deben considerarse inapropiadas para la criopreservación y las demás técnicas de reproducción asistida.

AGRADECIMIENTOS

Nuestro agradecimiento a la Dra. Judith Velasco por los análisis microbiológicos, a la Licenciada Carmen Lozano por su aporte en la detección de Anticuerpos anti-Chlamydia trachomatis, al Asistente Héctor Picón por su trabajo Técnico y a la secretaria Marilú Albarrán por el manejo de la información.

REFERENCIAS

1. Fol ger S, Jamieson D, Warner L, Barfield W. Assisted Reproductive Technology Sur veillance-United States, 2012. MMWR Surveill Summ 2015;64:1-29.

2. Ávila L, Madero I, López C, León M, Acosta L, Gómez C, Delgado L, Gómez C, Lozano J, Reguero M. Fundamentos de criopreservación. Rev Col Obst Ginec 2006: 57: 291-300.

3. Omes C, Marchetti AL, Masanti ML, Bassani R, Tinelli C, Sanarica RC, Spi nillo A, Nappi RE. Human spermatozoa cryopreservation: comparison of three different freezing protocols. Cryo Lett 2013;34:535-543.

4. Pegg DE. The history and principles of cr yopreservation. Semin Reprod Med 2002; 20:5-13.

5. Matás, C, García-Vázquez F, Sansegun do M, Gadea J, Coy P, Ruiz, S. Estudio de la capacitación espermática in vitro en es permatozoides eyaculados y epididimarios ITEA 2007;28:30-32.

6. Elia J, Delfino M, Imbrogno N, Capogre co F, Lucarelli M, Tiziana R. y Mazzilli F. Human semen hyperviscosity: prevalen ce, pathogenesis and therapeutic aspects Asian J Androl 2009; 609-615.

7. Esfandiari N, Burjaq H, Gotlieb L, Cas per RF. Seminal hyperviscosity is associa ted with poor outcome of in vitro fertili zation and embryo transfer: a prospective study. Fertil Steril 2008; 90: 1739-1743.

8. Andrade-Rocha F. Physical analysis of ejaculate to evaluate the secretory activity of the seminal vesicles and prostate. Clin Chem Lab Med 2005; 43: 1203-1210.

9. La Vignera S, Condorelli RA, Vicari E, D’Aagata R, Salemi M, Calogero A. Hyperviscosity of semen in patients with male accessory gland infection:direct me asurement with quantitative viscosimeter. Andrology 2012; 44:556-559.

10. Lozano-Hernández R, Vivas-Acevedo G, Muñoz de Vera MG. Mycoplasmas and antibodies anti-Chlamydia in semen of infertile men and their relationship with seminal quality and markers of male acces sory sex glands. Invest Clin 2012;53:138-147.

11. Bajo Arenas J, Corolue Lletgel B. Fun damentos de reproducción. 2a Ed. España: Médica Panamericana; 2009, p 409.

12. Carpino A, Siciliano L. Unaltered protein pattern/genital tract secretion marker levels in seminal plasma of highly viscous human ejaculates. Arch Androl 1998; 41: 31-35.

13. Curi SM, Ariagno JI, Chenlo PH, Men deluk GR, Pugliese MN, Sardi Segovia LM, Repetto HE, Blanco AM. Astheno zoospermia: analysis of a large population. Arch Androl 2003;49:343-349.

14. Del Rio M, Godoy A, Toro A, Orellana R, Cortes M, Moreno M, Vigil P. La reacción acrosómica del espermatozoide: avances recientes. Rev Int Androl 2007; 5:368-373.

15. Arenas-Ríos E, Cambrón A, Ambríz D, Zuñiga P, Rodríguez A. y Rosado A. Ba ses fisiológicas de la capacitación y de la reacción acrosomal del espermatozoide. Contacto S 2010;78:5-11.

16. Jungwirth A, Straberger A, Esterbauer B, Fink K, Schmeller N. Acrosome reac tion in Chlamydia-positive and negative patients. Andrology 2003;35:314-316.

17. Rennemeier C, Frambach T, Hennicke F, Dietl J, Staib P. Quorum-sensing molecu les induce acrosome loss and cell death in human spermatozoa. Infect Immun 2009; 77: 4990-4997.

18. Manosalva I, Cortes C, Leyva V, Valdivia M, De los Reyes M, Barrios C. y Moreno R. Efecto de la refrigeración sobre la mo tilidad, integridad de membrana acrosomal y reacción acrosomal en espermatozoides caninos. Rev Inv Vet 2005;16,(2):114-128.

19. World Health Organization WHO labo ratory Manual for the Examination and Processing of Human Semen. 5th edition WHO press; 2010.

20. Briceño E, Suárez E, Michelangi C, Feliciangeli D, Ptaiza E, Mendible J. Código de Bioética y Bioseguridad 2002. Ministe rio de Ciencia y Tecnología (FONACIT). 2ª edición. Venezuela.

21. Tjioe DY, Oentoeng S. The viscosity of human semen and the percentage of motile spermatozoa. Fertil Steril 1968; 19: 562-565.

22. Lozano-Hernández R, Vivas-Acevedo G. Impacto del tratamiento con antibiótico sobre la calidad seminal y los marcadores químicos de glándulas accesorias sexuales masculinas en presencia de Mycoplasma hominis y Ureaplasma urealyticum. Rev Fac Farm 2011;53:13-21.

23. Lozano-Hernández R, Vivas-Acevedo G. Análisis bioquímico del plasma seminal. En Cerezo G, Castilla J, Rodríguez H. Ma nual básico del semen. México: Ed Prado; 2013: p81-97.

24. Satoh K, Satoh S, Maehara I, Orikasa S. Studies on human spermatozoal acrosome using spermac stain in fertile and infertile men including two cases of round-headed spermatozoa. Ni Hin Gak Zas 1989;80:562-568.

25. Quinn´s Advantage® Sperm Freeze Dis ponible en: http://www.origio.com/docu ments/w0cnmi-5646_3.pdf.

26. Lozano-Hernández R, Saldivia M, Vi llavicencio A. Concentración espermática mínima requerida para inseminación in trauterina mediante capacitación por swim-up. Rev Ven Ginecol 2014; 74:177-183.

27. Reardon A, Elliott J, McGann L. Inves tigating membrane and mitochondrial cr yobiological responses of HUVEC using interrupted cooling protocols. Cryobiology 2015;71:306-317.

28. Thomson L, Fleming S, Aitken R, De lu liis G, Zieschang J. y Clark A. Cryopre servation-induced human sperm DNA damage is predominantly mediated by oxi dative stress rather than apoptosis. Human Reprod 2009;24: 2061-2070.

29. Levy R, Grattard F, Maubon I, Ros A, Pozzetto B. Bacterial risk and sperm cr yopreservation. Andrology 2004;36:282-285.

30. Vicari L, Castiglione, Salemi, Vicari B, Mazzarino M, Vicari E. Effect of levo floxacin treatment on semen hyperviscosi ty in chronic bacterial prostatitis patients. Andrology 2016; 48: 380-388.

31. La Vignera S, Condorelli RA, Vicari E, D’Aagata R, Salemi M, Calogero AE. Hyperviscosity of semen in patients with male accessory gland infection:direct me asurement with quantitative viscosimeter. Andrology 2012; 44: 556-559.

32. Esteves S, Spaine D. y Cedenho A. Effects of pentoxifylline treatment before freezing on motility, viability and acrosome status of poor quality human spermatozoa cr yopreserved by the liquid nitrogen vapor method. Braz J Med Biol. 2007;40:985-992.

33. Fernández S, Sestelo A, Rivolta M, Cor doba M. Capacitation and acrosome reac tion induction on thawed dama deer sper matozoa: glycine effect as cryopreservation diluent supplement. Zoolog Sci 2013;30: 1110-1116.

34. Barrientos-Morales M, Mosqueda M, Trujillo M. y Montiel F. Alteraciones en la integridad del acrosoma y de la teca per inuclear en semen criopreservado de verra co. Zootec Trop 2009; 27:17-24.

35. Wiser A, Sachar S, Ghetler Y, Shulman A, Breitbart H. Assessment of sperm hyperactivated motility and acrosome reac tion can discriminate the use of spermato zoa for conventional in vitro fertilisation or intracytoplasmic sperm injection: prelimi nary results. Andrology 2014;46:313-315.

36. Marconi M, Pilatz A, Wagenlehner F, Diemer T, Weidner W. Impact of infection on the secretory capacity of the male acces sory glands. Int Braz J Urol 2009;.35:299-308.

37. Jungwirth Abdelmula A, Al-Fadhil O. y Badruldeen A. Biochemical markers in se men and their correlation with fertility hor mones and semen quality among Sudanese infertile patients. Afric J Biochem 2010;4: 255-260.

38. Ford W, Harrison A. The role of citrate in determining the activity of calcium ions in human semen. Int J Androl 1984;7:198-202.

39. Comhaire FH, Mahmoud A, Depuydt CE, Zalata A, Christophe A. Mechanisms and effects of male genital tract infection on sperm quality and fertilizing potential: the andrologist’s viewpoint. Hum Reprod Update 1999;5:393-398.

40. Castiglione R, Salemi M, Vicari L, Vica ri E. Relationship of semen hyperviscosity with IL-6, TNF-α, IL-10 and ROS produc tion in seminal plasma of infertile patients with prostatitis and prostato-vesiculitis. Andrology 2014;46:1148-1155.

41. Esfandiari N, de Lamirande E, Gukturk A, San Gabriel MC, Nazemian Z, Bur jaq H, Casper RF, Zini A. Seminal hyper viscosity is not associated with semenoge lin degradation or sperm deoxyribonucleic acid damage: a prospective study of infer tile couples. Fertil Steril 2014;101:1599-1603.

42. Layali I, Tahmasbpour E, Joulaei M, Jorsaraei SG, Farzanegi P. Total antioxi dant capacity and lipid peroxidation in se men of patient with hyperviscosity. Cell J 2015;16:554-559. Epub 2015.

Notas de autor

* Autor de correspondencia: Ricardo Lozano-Hernández, Cátedra de Fisiopatología de la Facultad de Farmacia y Bioanálisis, Universidad de los Andes, Mérida, Venezuela. Teléfono (0274) 2403410-5119119 . Coreo electrónico: ricardolozanoh@hotmail.com.

IR