INTRODUCCIÓN

La familia Cactaceae es prácticamente de distribución exclusiva del continente americano y se reconocen de 1600 (Gibson y Nobel, 1986) a 1922 especies (Novoa et al., 2015). México se ha propuesto centro de origen de Cactaceae ya que cerca de 850 especies se registran en este país y 671 de ellas son de carácter endémico (Arias et al., 1997). En particular, para el género Mammillaria se reconocen 171 especies (Novoa et al., 2015). Este género se distribuye desde el sureste de Canadá hasta América del Sur (Speirs, 1982). Sin embargo, México concentra 82 % de estas cactáceas y 85 % son exclusivas al país (Arias et al., 1997).

El género Mammillaria agrupa a especies de talla pequeña (< 5 a 30 cm de altura) que pueden tener formas globosas aplanadas o tubulares, sus tallos no tienen costillas y están compuestos de tubérculos cónicos, cilíndricos, piramidales o redondos que reciben el nombre de mamilas; en sus aréolas se forman las flores y los frutos (Arias et al., 1997). Los individuos pueden tener crecimiento solitario, o ramificarse poco, o muy abundantemente formando clones de crecimiento cespitoso. Las especies de Mammillaria producen flores de colores llamativos que pueden ser grandes o pequeñas, por lo que estas plantas son saqueadas para ser usadas como ornamento (Glass, 1998).

En Cactaceae el saqueo de plantas y de semillas disminuyen el tamaño y el reclutamiento poblacional (Godínez-Álvarez et al., 2003). Las otras amenazas son la severa transformación y la pérdida de sus hábitats naturales que han colocado a estas especies de Mammillaria en una grave crisis de conservación. El género Mammillaria está representado a nivel mundial con 168 especies en la Lista Roja de Especies Amenazadas de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (IUCN, http://www.iucnredlist.org, por sus siglas en inglés) de las cuales 48 % se distribuyen en México (IUCN, 2015). Actualmente, en México la NOM-059-SEMARNAT-2010 incluye a 113 especies de Mammillaria en alguna categoría de riesgo, por lo que es el género de Cactaceae más representado (DOF, 2010). Por su parte la Convención Internacional para el Comercio de Especies en Peligro de Flora y Fauna (CITES, https://cites.org/eng/app/index.php, por sus siglas en inglés), incluye en su Apéndice II a todas las especies de Mammillaria con excepción de M. pectinifera y M. solisioides que están en el Apéndice I (CITES, 2015).

Los estudios ecológicos han estimado para algunas especies de Mammillaria tasas con valores de cero en su germinación y en su reclutamiento; en consecuencia, eventualmente el tamaño de las poblaciones decrece (Contreras y Valverde, 2002; Valverde y Zavala-Hurtado, 2006). En contraste, para otras especies como M. supertexta (Avendaño-Calvo et al., 2013) y M. gaumeri (Ferrer et al., 2011) se estima un crecimiento en sus poblaciones. Las densidades poblacionales en Mammillaria varían de < 1 individuo (e.g. M. gaumeri; Ferrer et al., 2011) hasta 9 m^-2 (e.g.M. solisioides, Macías-Arrastio; com. pers.1). Los individuos suelen encontrarse en agregados que ocupan pequeñas áreas y las poblaciones se distribuyen en parches discontinuos (Ferrer et al., 2011; Peters y Martorell, 2001; Solórzano y Dávila, 2015; Téllez et al., 2015; Valverde y Zavala-Hurtado, 2006). También se tienen contribuciones sobre sus comportamientos demográficos (e.g.Ferrer et al., 2011; Peters y Martorell, 2001; Valverde y Zavala-Hurtado, 2006), atributos de su historia de vida que permiten entender abundancia (Leirana-Alcocer y Parra-Tabla, 1999) y otros han determinado el estado de conservación desde una perspectiva ecológica para algunas especies (Contreras y Valverde, 2002; Peters et al., 2014; Valverde y Zavala-Hurtado, 2006).

Actualmente, se cuenta con información de la genética poblacional para siete especies de Mammillaria (Solórzano et al., 2016) que presentan distinta extensión de distribución geográfica, modo de crecimiento (clonal/solitario) y diferencias en sus densidades poblacionales. Estos estudios mostraron una amplia variación en los niveles de diversidad y de estructura genética. También concluyeron que los tamaños y el aislamiento geográfico de las poblaciones son los dos factores ecológicos que afectan la diversidad; en tanto que la estructura genética está influenciada por los procesos de deriva génica y de flujo génico. En las especies sin autofecundación los niveles altos de endogamia indican que las poblaciones tienen tamaños efectivos pequeños (Frankham et al., 2002), lo que es posible de considerar para Mammillaria debido a los niveles tan altos de endogamia que se han documentado (Solórzano et al., 2016), aunque se debe determinar el sistema reproductivo de las especies bajo estudio.

Para cuatro especies de Mammillaria se han identificado unidades genéticas con fines de conservación. Las unidades genéticas son grupos de individuos de una población o grupos de poblaciones que se distinguen ya sea por su alta riqueza alélica/genotípica, o por tener alelos/haplotipos/genotipos que no se presentan en otras poblaciones. Estas unidades se propusieron con la finalidad de identificar prioridades de conservación intraespecíficas, ya que es común que no se puedan conservar en su totalidad las poblaciones de una especie (Ryder, 1986). En Mammillaria las unidades genéticas se han identificado a partir de los niveles de estructura genética y diversidad genética poblacional (Solórzano et al., 2014; Solórzano et al., 2016), y en M. crucigera se sumó la información de estructura demográfica (Solórzano y Dávila, 2015).

Para distinguir a estas unidades, Moritz (1994) recomendó el uso de marcadores moleculares, los que deben detectar el polimorfismo suficiente para que puedan separar a los individuos y a las poblaciones. Además, este autor precisó que los marcadores moleculares que se basan en polimorfismos homólogos identifican grupos genéticos que reflejan una historia evolutiva y que se conocen como ESUs (“evolutionary significant units”). En contraste, si se usa un marcador molecular sujeto a la homoplasia entonces estas unidades se reconocen como MUs (“management units”) y éstas enfatizan una distribución no aleatoria de la diversidad genética dentro y entre poblaciones sin importar los procesos evolutivos que las moldearon (Moritz, 1994).

De estos dos tipos de unidades genéticas para conservación se ha aplicado el de MUs para tres especies de Mammillaria con marcadores microsatélites (Solórzano et al., 2014; Solórzano y Dávila, 2015); sin embargo, no se han identificado ESUs debido a que no se han encontrado suficientes polimorfismos en regiones de cloroplasto. Las MUs identificadas para Mammillaria han permitido identificar poblaciones que son prioridades de conservación, así como inferir los procesos genético-evolutivos subyacentes. Por lo anterior, en el presente estudio se evaluó la diversidad genética poblacional de M. hernandezii, M. kraenhuenbuelii y M. napina con la finalidad de identificar unidades genéticas para su conservación.

Un estudio reciente analizó la distribución geográfica en detalle de las tres especies aquí estudiadas (Figura 1) (Téllez et al., 2015). Este estudio estimó su extensión geográfica total (EOO, por sus siglas en inglés) y su área de ocupación real (AOO, por sus siglas en inglés) con sistemas de información geográfica. La EOO mide la distribución total y se calcula como el área total de un polígono que incluye a todas las localidades registradas para una especie. En tanto que la AOO se calcula a la menor escala geográfica posible para cuantificar el área realmente ocupada por los individuos (Gaston y Fuller, 2009). Para las tres especies aquí estudiadas se describió una distribución geográfica en pequeños parches con distinto grado de aislamiento (Téllez et al., 2015). Además, estas tres especies son endémicas de México y están en las listas de la NOM-059-SEMARNAT-2010 (DOF, 2010) y de la IUCN (Arias et al., 2013; Arias y Martorell, 2013; Arias y Zavala-Hurtado, 2013). En este contexto, se espera para M. hernandezii, M. kraenhuenbuelii y M. napina encontrar niveles bajos de diversidad genética, tanto de heterocigosidad como de diversidad alélica y una marcada estructura poblacional que permita distinguir grupos genéticos.

MATERIALES Y MÉTODOS

Especies de estudio

Mammillaria hernandezii. Se registra en pequeños lomeríos calizos ubicados en elevaciones de 2000 m en el Valle de Tehuacán-Cuicatlán, sus hábitats son suelos calizos desnudos inmersos en pastizal de Cynodon dactylon y Aristida adscensionis (Téllez et al., 2015). En total se registran nueve poblaciones para esta especie (Peters y Martorell, 2001), en las que el número de individuos por metro cuadrado varia de dos a siete. Estas poblaciones se incluyen en un polígono de EOO de 16 km²; sin embargo, el área realmente ocupada (AOO) por las poblaciones suma 2.5 km² (Téllez et al., 2015). Los individuos son de crecimiento solitario y alcanzan de 2 a 3.5 cm de diámetro y hasta 1.5 cm de altura. Esta especie florece de octubre a diciembre y los frutos se presentan entre diciembre y enero (Arias et al., 1997). La NOM-059-SEMARNAT-2010 (DOF, 2010) incluye a esta especie en la categoría de protección especial, la lista de la IUCN la clasifica en peligro de extinción (Arias y Martorell, 2013) y CITES la incluye en el Apéndice II (CITES, 2015).

Mammillaria kraehenbuehlii. En total esta especie registra 13 poblaciones aisladas entre sí, 12 de ellas se ubican dentro del Valle de Tehuacán-Cuicatlán y solo una fuera del Valle en la región de la Mixteca Alta (Peters y Martorell, 2001; Téllez et al., 2015). Esta especie ramifica densamente por lo que el crecimiento es cespitoso y un solo individuo puede cubrir hasta 3 m², sus densidades poblacionales varían de 22 a 85 individuos/500 m². A esta especie se le encuentra en elevaciones de 700 a 2500 m donde se desarrolla matorral xerófito en el que dominan Dasylirion serratifolium y Ephedra compacta. Las poblaciones más alejadas están separadas por distancias superiores a 50 km, por lo que el polígono de extensión total cubre 1823 km², pero el área de ocupación real de las poblaciones suma 8.23 km² (Téllez et al., 2015). Las ramas son cortas y cilíndricas de 3 a 12 cm de altura con 2.5 a 3.5 cm de diámetro y esta especie florece de marzo a junio (Arias et al., 1997), y en junio se registran los últimos frutos (Téllez et al., 2015). La NOM-059-SEMARNAT-2010 (DOF, 2010) incluye a esta especie en la categoría de protección especial, la lista de la IUCN la clasifica en la categoría de preocupación menor (Arias y Zavala-Hurtado, 2013) y el CITES la incluye en el Apéndice II (CITES, 2015).

Mammillaria napina. De las 13 poblaciones donde se registra esta especie, cinco se ubican fuera del Valle de Tehuacán-Cuicatlán y las ocho poblaciones restantes dentro de este Valle, que ocupan elevaciones de 1800 a 2100 m. Los individuos más grandes tienen alturas de 6 cm y diámetros de 3 cm, son de crecimiento solitario y se registran densidades de 1 a 3 individuos m^-2. En sus hábitats destacan los cardonales de Pseudomitrocereus fulviceps o de izotales de Yucca periculosa. La extensión total del polígono que encierra a las 13 poblaciones cubre 739 km², que contrasta con los 5 km² del área real de ocupación (Téllez et al., 2015). Esta especie florece entre marzo y mayo, los frutos con semillas maduras se registran de septiembre a octubre y producen de 35 a 42 semillas por fruto, cuya dispersión no se ha documentado (Téllez et al., 2015), pero se conoce que los frutos son serotinos y sus semillas son viables hasta 8 años después de que se formaron (Rodríguez-Ortega et al., 2006). La NOM-059-SEMARNAT-2010 (DOF, 2010) incluye a esta especie en la categoría de amenazada, la lista de la IUCN la clasifica en la categoría de críticamente en peligro (Arias et al., 2013) y CITES la incluye en el Apéndice II (CITES, 2015).

Análisis genéticos

Las muestras para el análisis genético provienen de poblaciones naturales, para M. napina y M. kraehenbuehlii se colectaron muestras de aproximadamente 0.5 cm² de tejido vegetativo del tallo de 14 a 20 individuos para cinco poblaciones de cada especie sumando 120 muestras. Para el caso de Mammillaria hernandezii solo se colectaron 24 muestras provenientes de dos poblaciones. Además, para esta última especie, por el tamaño tan pequeño de su tallo (< 2 cm de altura), se decidió colectar parte de la flor (corola) en sustitución de tejido vegetativo de tallo.

A partir del tejido vegetativo del tallo o de las flores se aisló el ADN genómico total (ADNg) tras seguir el protocolo del DNA easy plant kit (Qiagen, California) y usar de 70 a 100 mg de tejido que fue pulverizado con nitrógeno líquido. Para confirmar que se tuviera ADNg, cada muestra se cargó en geles de agarosa al 0.8 %, teñidos con bromuro de etidio, los cuales fueron visualizados con luz UV. Para las tres especies se ensayaron ocho loci de microsatélites diseñados previamente para M. crucigera (Solórzano et al., 2009) y dos más que fueron monomórficos para la especie fuente, pero en M. huitzilopochtli y M. supertexta (Solórzano et al., 2014), M. solisioides y M. zephyranthoides (Solórzano et al., 2016) resultaron polimórficos. En total, 10 loci se amplificaron (Cuadro 1) con la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR, por sus siglas en inglés) en reacciones individuales y se establecieron para cada especie y cada locus las condiciones específicas.

El ciclo base de PCR fue de desnaturalización inicial de 94 ºC durante 3 min, y 35 ciclos que consistieron en desnaturalización (94 ºC por 10 s), alineamiento (50-62 ºC por 10 s), extensión (72 ºC por 10 s) y una extensión final a 72 ºC por 5 min. Las concentraciones en un volumen final de 25 µL fueron del buffer 10X (0.8 X), oligonucleótidos 5’-3’ y 3’-5’ (0.2 pM), dNTPs (0.4 mM), MgCl₂ (5 mM), ADN-polimerasa (0.04 U) y ~20 ng uL^-1 de ADNg. Los oligonucleótidos marcados llevaron los fluorocromos NED o FAM (Applied Biosystem). Se comprobó la amplificación de cada locus de cada muestra en geles de agarosa al 1.2 % teñidos con bromuro de etidio y visualizados con UV.

La electroforesis de la reacción de PCR con oligonucleótido marcado se realizó en el secuenciador ABI 3100 del Instituto de Biología, UNAM. Los electroferogramas de microsatélites se analizaron con el programa PeakScanner (Applied Biosystem) para obtener el tamaño de los alelos en pares de bases de cada muestra para cada locus de cada población y especie. Los análisis estadísticos se realizaron en jerarquías a nivel de locus, promedio de los loci para cada población y para datos agrupados que consideran a las poblaciones como una gran población total; para estos análisis se usó el programa Arlequin 3.0 (Excoffier et al., 2005). Con Genetic Data Analysis software (Lewis y Zaykin, 2001) se estimaron los alelos exclusivos de cada población. Los loci que resultaron polimórficos se analizaron para buscar alelos nulos con el programa MicroChecker (Van Oosterhout et al., 2004) y no se encontraron, por lo que todos los loci polimórficos se usaron en los análisis estadísticos. Los niveles de diversidad se estimaron desde la heterocigosidad observada (H_O = número de individuos heterocigotos/total de individuos analizados; Nei, 1977) y esperada (H_E =1–Σpi² donde pi = frecuencia alélica; Nei, 1977), la diversidad alélica (N_A = número de alelos encontrados/total de loci analizados, Frankham et al., 2002) y número efectivo de alelos (N_EfA=1/1-Σpi², Frankham et al., 2002). También, los indices de fijación (Wright, 1949) con el coeficiente de endogamia por locus (FIS = H_E-Ho/H_E), el promedio de endogamia por población (F_IS = H_S-H_I/H_S) y para el total de poblaciones agrupadas como una sola población (F_IT = H_T-H_I/H_T).

A nivel de locus se estimó la desviación del equilibrio Hardy-Weinberg entre heterocigosidad observada y esperada para examinar la significancia con el procedimiento de Bonferroni mediante el método descrito por Sokal y Rohlf (1994). La estructura genética se determinó a partir del coeficiente de diferenciación genética R_ST ajustado para marcadores de microsatélites (Michalakis y Excoffier, 1996), con los niveles de flujo génico entre poblaciones. En particular se examinó el modelo de flujo génico de aislamiento por distancia con la prueba de Mantel (Liedloff, 1999). También se examinaron las hipótesis de los grupos genéticos (K) soportados con los valores de Φ_CT y su valor de P asociado con el programa SAMOVA 1.0 (Dupanloup et al., 2002) junto con los porcentajes de variación molecular (AMOVA) sin agrupamientos a priori. Las distancias genéticas de Nei entre poblaciones se calcularon con Arlequin 3.0 (Excoffier et al., 2005) y se graficaron en MEGA 6.0 (Tamura et al., 2013).

RESULTADOS

Las tres especies de estudio mostraron niveles relativamente altos de heterocigosidad; sin embargo, los valores observados fueron menores a los valores que se esperaron en equilibrio Hardy-Weinberg (Cuadro 2), en consecuencia, los niveles de endogamia (F_IT) fueron altos en cada una de las tres especies. El número promedio de alelos que contribuyeron significativamente (N_EfA) con los niveles de heterocigosidad fueron menos de dos, lo que indica que el resto de los alelos por sus frecuencias < 0.05 no influyeron en los niveles de heterocigosidad, por tanto el promedio de alelos por locus (N_A) fue superior a cinco en las tres especies estudiadas.

M. hernandezii. Las dos poblaciones estudiadas mostraron variación en diversidad genética. El Gavilán mostró niveles más altos de heterocigosidad y sin niveles significativos de endogamia (Cuadro 3). Loma de Biznaga fue la población en donde se estimaron niveles altos de endogamia, diversidad alélica y número de alelos exclusivos. Entre estas dos poblaciones se estimaron niveles altos de flujo génico (Nm = 5) y la diferenciación genética no fue significativa (R_ST = 0.08, P = 0.08).

M. kraehenbuehlii. La heterocigosidad observada en las cinco poblaciones fue menor que la esperada (Cuadro 3) y aunque el promedio del coeficiente de endogamia para las poblaciones no fue significativo (F_IS = 0.14, P = 0.5), sí fue significativo cuando se agruparon los datos de las cinco poblaciones para ser analizados como una sola población (Cuadro 2). A nivel de población, solo dos (Tequixtepec 1 y 3) no mostraron niveles significativos de endogamia, pero las restantes tres sí los tuvieron (Cuadro 3). En todas las poblaciones se identificaron alelos exclusivos que variaron de cuatro (Tamaluzulapan) a 13 (Tequixtepec 2).

La diferenciación genética promedio entre las cinco poblaciones fue alta y significativa (R_ST = 0.26, P = 0.02) al igual que los niveles de flujo génico (Nm = 3). Las comparaciones pareadas entre poblaciones mostraron que Tamazulapan, la población más alejada geográficamente del resto, fue la que presentó niveles más altos de diferenciación genética (0.05 a 0.48) y a la vez la que presentó los niveles más bajos de flujo génico (< 1) con las demás poblaciones (Figura 2); sin embargo, los niveles de flujo génico no se correlacionaron con la distancia geográfica por lo que se descartó el modelo de aislamiento por distancia (R² = 0.28, P = 0.65) para esta especie.

De las tres hipótesis para examinar grupos genéticos ninguna se soportó estadísticamente y el de K = 3, fue marginalmente significativa pero tuvo el mismo valor de Φ_CT que K = 2 (Cuadro 4). La variación genética dentro de las poblaciones fue la que contribuyó con el mayor porcentaje seguida de la que se cuantificó entre grupos. El análisis fenético mostró que Tamazulapan tiene la mayor distancia genética, además es la más alejada geográficamente del resto y aunque Tequixtepec 1 y 3 se organizaron en el mismo nodo no son las más cercanas geográficamente (Figura 3a).

M. napina. La heterocigosidad observada en las cinco poblaciones fue menor que la esperada (Cuadro 3) y el promedio del coeficiente de endogamia para las poblaciones fue alto y significativo (F_IS = 0.28, P = 0.0002), al igual que cuando se agruparon los datos de las cinco poblaciones que representan a una sola población (Cuadro 2). Cada una de las cinco poblaciones mostró niveles significativos de endogamia (Cuadro 3). En todas las poblaciones se identificaron alelos exclusivos que varían de seis (Morelos II) a 18 (Teloxtoc), en promedio las poblaciones tuvieron una diversidad alélica cercana a siete alelos por locus.

La diferenciación genética promedio entre las cinco poblaciones fue alta y significativa (R_ST = 0.19, P = 0.003) y el flujo génico promedio que se estimó entre todas las poblaciones fue alto (Nm = 4.2). Las comparaciones pareadas entre poblaciones mostraron que Nopala, la población más alejada geográficamente del resto, es la que presentó los niveles más altos de diferenciación genética (0.17 a 0.38) con el resto de las poblaciones y a la vez los niveles de flujo génico más bajos (< 1) con las demás poblaciones (Figura 2). El modelo de aislamiento por distancia confirmó que en esta especie los niveles de flujo génico se correlacionaron con la distancia geográfica, así que las poblaciones más alejadas geográficamente tuvieron entre sí los niveles más bajos de flujo génico (R² = -0.55, P = 0.01).

En M. napina, la hipótesis de K = 3 grupos genéticos se sustentó estadísticamente (P < 0.05) aunque el valor de Φ_CT fue más alto en la hipótesis de K = 2 no se soportó estadísticamente (P = 0.28, Cuadro 5). Los tres grupos genéticos mostraron una concordancia con la ubicación geográfica de las poblaciones. La variación dentro de las poblaciones se identificó como la principal fuente de variación en la especie, seguida de la que se cuantificó entre grupos. La población de Nopala se separa también del resto en el análisis fenético y además es la que tiene la mayor distancia genética (Figura 3b).

DISCUSIÓN

Los resultados de diversidad genética aquí presentados son similares a los descritos en otras especies de Mammillaria (Solórzano et al., 2014; Solórzano y Dávila, 2015) y otras cactáceas pequeñas como Astrophytum asterias (Terry et al., 2012). En estas especies de cactáceas pequeñas se han encontrado valores relativamente altos de heterocigosidad pero valores bajos de diversidad alélica. Esta relación de alta heterocigosidad y baja diversidad alélica ha sido discutida previamente por Allendorf (1986) quien sugiere que cuando se tiene este resultado es porque en las poblaciones ocurrió un cuello de botella drástico de corta duración (< 10 generaciones).

La probabilidad de que haya ocurrido cuello de botella se ha sugerido para otras especies de Mammillaria (Solórzano et al., 2014); sin embargo, se necesitan los análisis con otros marcadores (i.e. secuencias) para poder discernir si este cuello de botella ocurrió recientemente por causas antrópicas o son de origen. En las tres especies, a pesar de que los niveles de heterocigosidad son relativamente altos, también lo son los niveles de endogamia lo que puede ser una consecuencia indirecta de la deriva génica que causa la pérdida de alelos en las poblaciones pequeñas, pero también pueden deberse a la autofecundación. No se cuenta con información sobre el sistema reproductivo para alguna de las tres especies, aunque en campo se observó que las tres tienen hercogamia (los estigmas están a una altura por encima de las anteras), lo que sugiere un mecanismo para evitar autofecundación.

En Mammillaria los individuos de las tallas más grandes son los que tienden a producir semillas, lo que eventualmente determina el reclutamiento en las poblaciones (e.g.Ferrer et al., 2011; Leirana-Alcocer y Parra-Tabla, 1999; Valverde y Zavala-Hurtado, 2006); sin embargo, estos individuos son también los más solicitados en el mercado ilegal (Glass, 1998; IUCN, 2015), lo que causa decremento en los tamaños poblacionales y disminución en el reclutamiento (Ferrer et al., 2011). Así que un factor crítico para mantener la diversidad genética poblacional es que se observen y se cumplan las normatividades que protegen a estas especies, para eliminar el saqueo de individuos y con ello garantizar los procesos demográficos de reproducción y reclutamiento, que eventualmente podrían incrementar los niveles de diversidad genética.

Por otro lado, las tres especies no mostraron la misma relación entre niveles de flujo génico y la diferenciación genética, así como entre la distancia geográfica y la distancia genética. Lo anterior sugiere que en algunas especies de Mammillaria el aislamiento geográfico no es el factor que estructura genéticamente a las poblaciones, sino que es la deriva génica y potencialmente una dispersión pobre de los alelos (i.e. polen y semillas). Sin embargo, como el flujo génico es un proceso que mantiene la variación alélica entre poblaciones (Frankham et al., 2002) se recomienda que se protejan los hábitats de estas especies de modo que se permita el flujo de genes dentro y entre poblaciones.

El muestreo poblacional en M. hernandezii se debe incrementar para tener resultados concluyentes sobre su diversidad genética y su distribución espacial. Por el momento, se recomienda que se considere a todas las poblaciones como prioridades para su conservación con la finalidad de vigilar la severa transformación de sus hábitats. La distribución total de esta especie está parcialmente protegida ya que cerca del 50 % de sus poblaciones se ubican dentro de la reserva de la biosfera Tehuacán-Cuicatlán y el resto fuera de los límites de área natural protegida (Téllez et al., 2015). En estas últimas poblaciones se incrementa el riesgo de desaparecer por transformación del uso de suelo y por saqueo de los individuos. En el caso de M. kraehenbuelii no se sustentaron significativamente las tres hipótesis examinadas de K grupos genéticos (K = 2, K = 3 y K = 4) y los valores de Φ_CT tuvieron el mismo valor para los dos primeros grupos.

Por ello, para apoyar una propuesta de conservación más robusta se integró la información de la distribución geográfica de la especie. De acuerdo con esta información M. kraehenbuelii se distribuye solamente en el estado de Oaxaca y muestra tres áreas geográficas principales en las que se segregan sus poblaciones (Figuras 11 y 19 de Téllez et al., 2015). El área más norteña se encuentra cerca del poblado Tepelmeme Villa Morelos y las otras dos en la región de la Mixteca Alta, una de ellas cercana a Tequistepec y la otra a Villa de Tamazulapan del Progreso, esta última representa la distribución más sureña de la especie.

Esta distribución geográfica se reflejó en el agrupamiento de K = 3 y por eso se propone que estas áreas geográficas sean la referencia para la conservación de esta especie. En el caso de M. napina tres grupos genéticos se sustentaron estadísticamente y también reflejaron la distribución geográfica de las poblaciones (Figura 14, Téllez et al., 2015) por lo que se propone que se consideren como áreas prioritarias para la conservación. Esta recomendación es importante de considerar debido a que la mayoría de las poblaciones se ubican fuera del polígono de la reserva de la biosfera Tehuacán-Cuicatlán lo que incrementa su vulnerabilidad al saqueo y a la desaparición de sus hábitats.

CONCLUSIONES

Las tres especies estudiadas, M. hernandezii, M. kraenhuenbuelii y M. napina, presentaron niveles de diversidad genética que sugieren que las poblaciones son pequeñas por lo que están sujetas a los efectos más severos de la deriva génica. Para respaldar la conservación de estas tres especies se propone como estrategia que se sigan los grupos genéticos identificados para que se consideren para un programa de conservación y de manejo. Las poblaciones que se ubican dentro de la reserva de la biosfera Tehuacán-Cuicatlán podrían mantenerse si se cumplen las normatividades para proteger a estas tres especies; sin embargo, las tres especies tienen poblaciones fuera de la reserva que pueden tener un mayor riesgo de desaparecer por lo que merecen más atención de las autoridades.

Las poblaciones de cada una de las especies estudiadas son afectadas de modo distinto por el aislamiento por distancia, pero las tres especies muestran un patrón insular con distinto grado de aislamiento. Este aislamiento podría tener efectos severos sobre los niveles de diversidad debido a que las poblaciones son pequeñas. Particularmente, M. hernandezii podría ser más vulnerable por tener las poblaciones más pequeñas y más fragmentadas por lo que se recomienda una atención especial a la protección de sus hábitats. Las áreas geográficas donde se ubican las poblaciones de estas tres especies, estén dentro o no de la reserva, pueden ser una referencia para dirigir un esfuerzo mayor de vigilancia de las especies y de sus hábitats.

AGRADECIMIENTOS

Los resultados aquí presentados fueron generados en los proyectos de investigación HK040 (CONABIO), Dr. Oswaldo Téllez, responsable, y del proyecto PAPIIT-DGAPA IN217208, Dra. Sofía Solorzano, responsable. La logística para el trabajo de campo y el muestreo de las poblaciones fueron apoyados por el proyecto Banco de Semillas Fes-Iztacala-Kew UK, Dra. Patricia Dávila, responsable. Gracias a todas las comunidades de los municipios y ejidos que permitieron el acceso para el trabajo de campo. Gracias a los técnicos de la Unidad de Síntesis del IBT-UNAM, por la síntesis de los oligonucleótidos, la electroforesis de microsatélites se realizó con el apoyo de la M. en C. Laura Márquez del IB-UNAM.

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Fabián F. Macías-Arrastio. Estudiante de maestría en la FES Iztacala, UNAM.↩

Notas de autor

solorzanols@unam-mx