INTRODUCCIÓN

En los últimos años, los hábitos alimenticios de la población han cambiado hacia un mayor consumo de productos frutihortícolas, como resultado en el Ecuador se ha observado un incremento en la actividad hortícola. De una superficie cultivada de 2,600,000 ha, el 4,5% corresponden a frutales ubicados principalmente en la sierra. El Ecuador al estar situado en la mitad del mundo, cuenta con microclimas ideales y luminosidad suficiente para que los cultivos presenten excelentes características de calidad (FAO, s.f.; Brito et al., 2011). Se registra una producción de mora de 5 t/ha año en una superficie cultivada de 5000 ha, en tanto que la producción de naranjilla es de 69,000 t/año en una superficie de 6000 ha. Estos productos son destinados principalmente al mercado nacional. La uvilla es exportada a Europa en fresco o deshidratada y se registra una producción d 13600 t/ha año (BCE, 2016). La uvilla y la naranjilla forman parte de las frutas "no tradicionales" o "exóticas" con creciente demanda por parte de países europeos y Estados Unidos (Arreaga Gómez, 2017). Por otra parte, la deficiencia en el manejo poscosecha provoca pérdidas alrededor del 40% de la producción agrícola en el país, lo que conlleva a importantes pérdidas económicas para este sector (Carvajal Heredia, 2012).

Una de las causas primarias de pérdidas poscosecha de frutas y vegetales es la pudrición causada por microorganismos (bacterias, levaduras y hongos filamentosos). La mora, uvilla y naranjilla son susceptibles al ataque de hongos que incluyen los géneros Botrytis, Rhizopus, Fusarium, Alternaria, Colletotrichum, Penicillum, entre otros (Galarza et al., 2016; Andrade-Cuvi et al., 2013; Cárdenas et al., 2011).

Por otro lado, la microflora natural que se encuentra en la superficie de frutas y vegetales enteros forma parte de una diversa comunidad de microorganismos que colectivamente es responsable de mantener un balance ecológico dinámico que constituye una barrera biológica natural a la infestación de microorganismos patógenos y causantes de deterioro. Los microorganismos patógenos y alterantes pueden ser introducidos durante el crecimiento, durante la manipulación en la cosecha y en la poscosecha en las etapas de almacenamiento, transporte, distribución y venta (Sperber & Doyle, 2009).

Es necesario entonces, la evaluación de tecnologías poscosecha tanto para reducir y/o controlar el desarrollo de microorganismos como para mantener y/o mejorar la calidad de productos frutihortícolas. En este sentido, se han desarrollado numerosas tecnologías para la sanitización y preservación de frutas y vegetales, entre los recientes avances se encuentran tratamientos físicos como la radiación ultravioleta, altas presiones, ultrasonido y recubrimientos comestibles, y tratamientos químicos que incluyen el uso de cloro (usado como sales de hipoclorito), peróxido de hidrógeno, ácidos orgánicos, agua electrolizada y ozono (Ali et al., 2017).

En 2001, el ozono fue declarado como sustancia GRAS (generalmente reconocido como seguro) por la FDA para su uso comercial como desinfectante y sanitizante en la industria de alimentos (Glowacz & Rees, 2016). Los principales propósitos de la aplicación de ozono en la etapa poscosecha incluyen: (1) la inactivación de bacterias, (2) la prevención del desarrollo fúngico, (3) la destrucción de pesticidas y residuos químicos, y (4) el control de plagas durante el almacenamiento (Habibi Najafi & Haddad Khodaparast, 2009). El ozono puede ser aplicado como solución acuosa o en forma gaseosa. Su eficiencia dependerá de factores como la población y el tipo de microorganismos, el tiempo de exposición y concentración del ozono, el tipo de producto, el pH y la temperatura, la humedad relativa y el material de empaque (Glowacz & Rees, 2016). Se utilizan concentraciones de ozono entre 0,25 y 50000 ppm con tiempos de exposición entre 2 a 15 minutos según el tipo de producto (Tzortzakis & Chrysargyris, 2016).

Han sido descritos dos mecanismos de acción del ozono sobre los microorganismos. Uno que implica reacciones directas de ozono molecular y otro mediado por radicales libres (Kim et al., 1999). Numerosos trabajos demuestran la efectividad del ozono en la reducción de poblaciones de microorganismos patógenos y causantes de deterioro en alimentos frescos y procesados. La aplicación de ozono ha sido efectiva para el control del crecimiento de B. cinerea, P. digitatum, R. stolonifer en frutillas, kiwi y uvas (Tzortzakis y Chrysargyris, 2016) y para la reducción de poblaciones de E. coli O157, Listeria monocytogenes y Salmonella enterica en pimiento rojo y baby espinaca, entre otros (Alwi & Ali, 2014; Shunkaryk et al., 2016). Las mayores reducciones microbianas se encuentran relacionadas con altas dosis de ozono, por lo que es necesario establecer las condiciones óptimas de aplicación para cada producto (Karaca, 2010). Además, la mayoría de estudios se han enfocado en evaluar el potencial antimicrobiano del ozono sobre microorganismos específicos, siendo escaso el efecto producido por el ozono en la microflora natural de frutas y vegetales. Por ello, el objetivo del presente trabajo de investigación fue evaluar la influencia del ozono gaseoso sobre la microflora nativa y coliformes totales de la mora sin espinas (Rubus glaucus), uvilla (Physalis peruviana) y naranjilla (Solanum quitoense).

MATERIALES Y MÉTODOS

Material vegetal y diseño del experimento:

Los frutos se cosecharon en la sierra central del Ecuador. Se utilizó mora (Rubus glaucus Benth) variedad INIAP Andimora (Mora-andina)-2013, cosechada en la provincia de Tungurahua (parroquia Huachi Grande, 1.3° S, -78.6663° W), con un grado de madurez entre 4 y 5 (NTE INEN 2417:2010). La naranjilla (Solanum quitoense) fue cosechada en el noroccidente de la provincia de Pichincha (parroquia Nanegalito, 0.06667° N, -78.6667° E), con un grado de madurez entre 4 y 5 (NTE INEN 2 303:2009). La uvilla (Physalis peruviana) se cosechó en norte de la provincia de Pichincha (parroquia Tabacundo 0.05° N, -78.2° E) con un grado de madurez 4 (NTE INEN 2485:2009).

Una vez cosechados los frutos se trasladaron al laboratorio donde se seleccionaron, limpiaron y se empacaron en bandejas plásticas de polietileno tipo clamshells y se dividieron en dos grupos: control y tratados. Inmediatamente después del tratamiento, las muestras fueron almacenadas en refrigeración (4°C) durante 18, 21 y 28 días para mora, naranjilla y uvilla, respectivamente; tiempo en el que se analizó la población de aerobios mesófilos, mohos y levaduras.

Aplicación de ozono gaseoso:

Se utilizó un sistema discontinuo diseñado por el Centro de Investigación de Mecatrónica CIMETICS, FCII, Universidad UTE, Ecuador. La cámara de tratamiento tiene un volumen de 250 L y consiste en un generador de ozono, panel de control y sensor de ozono. Se generó el ozono por el método de descarga corona y un flujo controlado manualmente al 30%, medida con un sensor Aeroqual EQZ 03-GSE con un rango de medida de 0-10 ppm (±0,01). La concentración y tiempo de exposición al ozono fueron seleccionados de estudios previos y pruebas preliminares para cada producto (mora: 1,5ppm / 5min; naranjilla: 1,5 ppm / 5 min y uvilla: 0,5 ppm / 5 min).

Análisis microbiológicos:

Se tomaron muestras periódicamente durante el almacenamiento refrigerado (mora: 0, 6, 12 y 18 días; naranjilla: 0, 7, 14 y 21 días y uvilla: 0, 7, 14, 21 y 28 días). La preparación de las muestras se realizó asépticamente, se mezclaron 25 g de mora y uvilla y se colocaron en 225 ml de agua peptonada bufferada estéril y se agitó durante 1 minuto (dilución 10^-1). Para la naranjilla se pesaron 250 g de frutas enteras en un recipiente estéril y se agregó 225 mL de agua peptonada estéril hasta cubrir completamente los frutos agitando suavemente durante 2 min para desprender los microorganismos de la superficie (dilución 10^-1). A partir de esta se realizaron dos diluciones sucesivas (10^-2 y 10^-3). De cada dilución se tomó una alícuota de 1 mL y se inoculó en placas MC Pads (Merck) para recuento de aerobios mesófilos totales (AMT), colifornes totales (CT), mohos y levaduras. Cada dilución se inoculó por duplicado. Los cultivos bacterianos se incubaron a 37 °C durante 24 h y el cultivo de mohos y levaduras se incubó a 25 °C durante 5 días. Los resultados se expresaron como el logaritmo del número de unidades formadoras de colonias por gramo de tejido (Log UFC/g). Se evaluaron 6 placas para cada tratamiento y tiempo de almacenamiento. El experimento completo se realizó por triplicado.

Análisis estadístico:

Los resultados se analizaron utilizando el paquete informático InfoStat versión 2010 (Grupo Infostat, FCA, Universidad Nacional de Córdoba, Argentina). Se utilizó un análisis de varianza (ANAVA) y las medias fueron comparadas mediante la prueba de Fisher con un nivel de confianza de 0,05.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

En la figura 1 se puede observar el efecto del ozono gaseoso (1.5ppm/5min) sobre la población de coliformes, mohos, levaduras y aerobios totales de la mora sin espinas almacenada en refrigeración durante 18 días. El principal efecto del ozono se encontró sobre la población de coliformes (figura 1A). En el día 0, los controles presentaron valores de 2,6 log UFC/g y luego del tratamiento se redujo a 1,7 log UFC/g. A lo largo del almacenamiento, en frutos tratados y controles se produjo una reducción en la población de coliformes, con menores valores en los frutos tratados. La mora presentó una población inicial de mohos de 2,5 unidades log UFC/g (figura 1B). El tratamiento no produjo una reducción significativa de la población de mohos inmediatamente después de su aplicación. A partir del día 6 se incrementó tanto en las muestras control como en tratadas, siendo en menor proporción en estas últimas. En los días 12 y 18 se observó que las muestras tratadas presentaron significativamente menor población de mohos que las muestras control. La población final en el día 18 fue de 3,9 y 3,0 unidades log UFC/g para las muestras control y tratadas, respectivamente. Se observó un incremento de 1,6 unidades log UFC/g para las controles y 0,4 unidades para las tratadas. A diferencia de estos resultados, no se observó un efecto claro del ozono gaseoso sobre la población de levaduras (figura 1C). Durante el almacenamiento se observó un incremento en el número de UFC/g tanto en muestras tratadas y controles. Asimismo, la población inicial de aerobios mesófilos totales (3 log UFC/g) no se vio afectada con el tratamiento (figura 1D). En los frutos control este valor permaneció constante mientras que en los frutos control disminuyó gradualmente siendo significativamente menor a los controles en los días 12 y 18 con una diferencia de 0,5 unidades log al final del almacenamiento.

Figura 1
Población de A) coliformes totales, B) mohos, C) levaduras y D) aerobios mesófilos totales en mora control y tratada con ozono (1,5 ppm/5 min) almacenada en refrigeración (4°C) durante 18 días

Por otro lado, el análisis microbiológico de la naranjilla permitió comprobar que este fruto presenta una alta carga microbiana producto de su morfología, condiciones de cultivo, cosecha y manipulación poscosecha. El tratamiento poscosecha con ozono gaseoso (1.5ppm/5min) redujo la población inicial de todos los microorganismos analizados (figura 2) y permitió mantener una menor población microbiana, durante el almacenamiento, respecto a los frutos no tratados. Se encontró que el tratamiento produjo una reducción significativa de la población inicial de coliformes en la naranjilla (figura 2A). Los valores iniciales (día 0) fueron de 3,2 y 2,1 log UFC/g para control y tratadas, respectivamente. Estos valores disminuyeron gradualmente durante el almacenamiento. En el día 21 la población de coliformes fue similar en las dos muestras analizadas (controles 1,5 UFC/g y tratados 1,4 UFC/g). En cuanto a la población de mohos se encontró un valor inicial de 4,0 log UFC/g en los frutos control, el tratamiento redujo esta población en 0,5 unidades log (figura 2B). Hasta el día 14 de almacenamiento los frutos tratados mostraron menor población de mohos y para el día 21 esta se redujo mostrando valores similares en las muestras control y tratadas. Las levaduras fueron los microorganismos con mayor población en la naranjilla, en el día 0 se encontraron valores de 5,6 log UFC/g, y se observó una reducción de 1,2 unidades log por efecto del tratamiento con ozono (figura 2C). Esta diferencia se mantuvo hasta el día 7. En general, a lo largo del almacenamiento se observó que la población de levaduras en los frutos tratados se mantuvo constante en tanto que en los frutos control tendió a disminuir alcanzando en el día 21 un valor similar en las dos muestras (4,2 y 4,0 log UFC/g para control y tratadas, respectivamente). En relación a la población de aerobios mesófilos, en el día 0 el tratamiento produjo una disminución significativa de 1,2 unidades logarítmicas (controles 3,8 log UFC/g; tratadas 2,6 log UFC/g). Para este grupo de microorganismos se observó un incremento en su población hasta el día 14 en frutos tratados y controles, posteriormente disminuyó en el día 21 encontrándose valores de 3,9 y 3,4 UFC/g para frutos control y tratados, respectivamente. Durante todo el periodo de ensayo la población de aerobios mesófilos fue mayor en los frutos control que en los tratados (figura 2D).

Figura 2
Población de A) coliformes totales, B) mohos, C) levaduras y D) aerobios mesófilos totales en naranjilla control y tratada con ozono (1,5 ppm/5 min) almacenada en refrigeración (4°C) durante 21 días

En cuanto a la uvilla utilizada en esta investigación, no fue separada del capuchón hasta el momento previo al tratamiento con ozono (0.5ppm / 5min). Esta estructura es una protección natural frente al ataque de microorganismos (Benavides &y Cuasqui, 2008) lo que permite que la carga microbiana en esta fruta sea más baja que la mora y la naranjilla. En la uvilla se encontraron poblaciones de mohos, levaduras y aerobios mesófilos mientras que no se detectaron coliformes. Los recuentos de mohos (figura 3A) en uvilla almacenada en refrigeración durante 28 días mostraron que los frutos tratados presentaron menores valores respecto a los controles. No se observó un efecto inmediato luego del tratamiento con ozono (día 0). En las muestras control se produjo un incremento gradual de mohos de 1,7 a 2,7 log UFC/g (día 0 y día 28, respectivamente), mientras que en los frutos tratados los valores se mantuvieron constantes (1,6 y 1,3 log UFC/g para los días 0 y 28, respectivamente). Un comportamiento similar se observó con la población de levaduras (figura 3B), en los frutos control se produjo un incremento de 1,4 UFC/g entre el día 0 y el día 28. En contraste, en los frutos tratados en los que se encontró una disminución de 1,5 UFC/g durante el almacenamiento que se produjo entre los días 0 y 10, a partir del cual se mantuvo constante hasta el final del almacenamiento. Por otro lado, el tratamiento con ozono produjo una reducción significativa de 1,3 UFC/g de aerobios mesófilos en el día 0 (figura 3C). Durante el almacenamiento se encontró menor población de estos microorganismos en los frutos tratados en relación a los controles. Para el día 28 se encontró una diferencia de 1,7 Log UFC/g al comparar los recuentos de las muestras tratadas y controles, siendo estas últimas las de mayor concentración.

Figura 3
Población de A) mohos, B) levaduras y C) aerobios mesófilos totales en uvilla control y tratada con ozono (0,5 ppm/5 min) almacenada en refrigeración (4°C) durante 28 días

El crecimiento de microorganismos es una de las principales de pérdidas poscosecha de productos frutihortícolas. El ozono es una tecnología de eficiencia comprobada para el control de desarrollo microbiano y con amplio uso en la industria de alimentos (Guzel-Seydim et al., 2004). En la figura 4 se puede observar cómo varía la apariencia visual de los frutos controles y tratados con ozono a tiempos iniciales y finales de almacenamiento refrigerado. La presencia de microorganismos en la superficie de las frutas es normal y su tipo y concentración varía según las condiciones del suelo, fertilizantes, agua utilizada y calidad del aire; es así que es previsible encontrar microorganismos mesófilos, mohos, levaduras, bacterias ácido lácticas, y bacterias de géneros como Pseudomonas, Bacillus, Enterobacter también bacterias entéricas como Salmonella y Escherichia coli, entre otros, estas últimas presentes cuando el suelo ha sido contaminado con aguas residuales no tratadas (Ray & Bhunia, 2013).

Figura 4
Apariencia externa de frutos de A) mora, B) naranjilla y c) uvilla, control (C) y tratados con ozono (T) al inicio y al final del almacenamiento refrigerado (4°C)

Los vegetales presentan poblaciones microbianas entre 10^3-9 UFC/g (Sapers et al., 2005). El incremento del número inicial de microorganismos depende, entre otros factores de las condiciones de manipulación durante la cosecha, almacenamiento y transporte (Ray & Bhunia, 2013). La población y el tipo de microorganismos encontrados en la mora, naranjilla y uvilla están determinados por factores intrínsecos, como la concentración de carbohidratos, pH, epitelio y cutícula protectora (por ejemplo, el capuchón de la uvilla o la gruesa piel de la naranjilla) y presencia de antimicrobianos, por otro lado, el ambiente en el que se produce la fruta define factores extrínsecos que influyen en la sobrevivencia y crecimiento de la microflora asociada a la superficie del fruto (por ejemplo, la humedad, el viento, historial de precipitaciones, prácticas pre-cosecha, cosecha y poscosecha y la presencia de insectos, animales y pájaros) (Beuchat, 2002). Se ha comprobado que los mohos y levaduras débilmente fermentativos forman parte de la mayoría de la microflora de frutas crudas, hecho relacionado con el pH ácido del tejido del fruto que generalmente es menor a 4,5 (Montville, 2012), como ha sido reportado en mora (pH = 2,98), naranjilla (pH = 3,2) y uvilla (pH = 3,7) (Mertz et al., 2007).

Según explican Pandiselvam et al. (2016), el incremento de la vida útil de los vegetales tratados con ozono se debe a su efecto en la reducción de la carga microbiana superficial del producto, tal como muestran los resultados obtenidos en esta investigación donde se observó que, en general, el tratamiento poscosecha de mora, naranjilla y uvilla con ozono gaseoso favorece en reducir la población inicial de microorganismos (mohos, levaduras, aerobios mesófilos y coliformes) presentes en estas frutas de forma que el deterioro microbiano se ve ralentizado. Los efectos del ozono gaseoso sobre la microflora presente en diferentes frutas y vegetales son diferentes, por ejemplo, la población de mohos y levaduras en tomate (Wang et al., 2019) al no fue consistentemente afectada por el tratamiento con ozono gaseoso a diferentes concentraciones y tiempos de exposición (1,71; 3,43; 6,85 ppm; 0.5, 2 y 4 horas), a diferencia de productos como lechuga y pimiento verde (Alexopoulos et al., 2013), y dátiles (Najafi et al., 2009). Los resultados obtenidos en el presente trabajo indican que el ozono gaseoso bajo las condiciones de tiempo y concentración aplicados en mora, naranjilla y uvilla tiene un efecto de control principalmente sobre los mohos y en menor proporción en levaduras presentes en la microbiota de cada fruta. Esta diferencia podría ser causada por la migración de nutrientes a la superficie del fruto y se convierten en sustrato que promovería el crecimiento de las levaduras (Sheng et al., 2018).

Las poblaciones promedio de los recuentos de aerobios mesófilos muestran valores de 3.3 log UFC/g en las frutas estudiadas, son similares a los resultados obtenidos en una gran diversidad de fruto de producción local de Singapur y Catalunia (Seow et al., 2012). Una carga microbiana superior a 6 log UFC/g es un indicador de la deficiencia en la calidad microbiológica en frutas y vegetales, según se indica en el documento “Criterios Microbiológicos de Calidad Sanitaria e Inocuidad para los Alimentos y Bebidas de Consumo Humano” (Resolución Ministerial N° 615-2003-SA/DM, Perú, 2003). El tratamiento con ozono gaseoso permite mantener estables las poblaciones de aerobios mesófilos durante el almacenamiento refrigerado en mora, uvilla y naranjilla. La eficacia del ozono para el control de este tipo de microorganismos ha sido comprobada en manzana, tomate y melón (Selma et al., 2018; Sheng et al., 2018), productos en los que la aplicación del ozono gaseoso reduce significativamente la población inicial de aerobios mesófilos. Sin embargo, es necesario estudiar los diferentes grupos de microrganismos por separado, diferentes resultados indican que el efecto antimicrobiano del ozono es selectivo y depende del tipo de bacterias (Sheng et al., 2018).

El grupo de coliformes totales forma parte de los denominados microorganismos indicadores de calidad sanitaria de agua y alimento (Beloti et al., 2002). Dado que la mora y la uvilla pueden ser consumidos en fresco y sin eliminación de la piel, a excepción de la naranjilla que es principalmente utilizada para procesamiento y en la que sí se elimina la piel, es muy importante que la población de este tipo de microorganismos sea baja o eliminada con el fin de obtener un producto inocuo. En este sentido, el tratamiento con ozono gaseoso en mora y naranjilla es útil para reducir la población de coliformes inicialmente presentes en estas frutas. Se ha comprobado la efectividad del ozono para el control de coliformes en diferentes productos como dátiles (Najafi et al., 2009); lechuga y pimiento verde (Alexopoulos et al., 2013).

La sensibilidad de las células microbianas frente al ozono influye en la eficacia de esta tecnología. Las bacterias son más sensibles que los mohos y levaduras (Montville, 2012), tal como demuestran los resultados encontrados en naranjilla y mora, en contraste con lo ocurrido en la uvilla, y esto está relacionado como se mencionó anteriormente con las características de las superficies de la fruta y factores extrínsecos que permiten el desarrollo microbiano en el producto. Las esporas son más resistentes que las células vegetativas (Pareek, 2017), en consecuencia, los principales efectos del ozono como tratamiento poscosecha serían principalmente antibacterianos en mayor medida que antifúngicos. Es por ello que a tiempos largos de almacenamiento en las frutas estudiadas se pudo observar que el deterioro se produce por el crecimiento de mohos filamentosos.

CONCLUSIONES

Los resultados obtenidos muestran que el efecto antimicrobiano del ozono gaseoso es selectivo y depende del tipo de fruta y del tipo de microorganismo. La naranjilla fue la fruta con mayor carga microbiana seguida de mora y la uvilla. Las características propias de cada fruta constituyen barreras para el ingreso de microorganismos. La mora es el fruto más susceptible al ataque microbiano debido a la estructura de sus drupas; en tanto que la naranjilla, si bien presenta una piel gruesa, los factores extrínsecos (temperatura y humedad) a los que está expuesta durante su cultivo, cosecha y transporte, así como la manipulación a la que es sometida durante estas etapas, hacen que presente alta carga microbiana. A diferencia de la uvilla, en la que el capuchón constituye una barrera natural que protege al fruto y reduce su posibilidad de contaminación. El tratamiento con ozono en complemento con la refrigeración, redujo significativamente la carga microbiana de las tres frutas estudiadas y la susceptibilidad determinada, de mayor a menor fue: coliformes > mesófilos totales > mohos > levaduras. El ozono gaseoso aplicado en las condiciones del presente estudio (mora 1.5 ppm/ 5 min, naranjilla 1.5 ppm/ 5min y uvilla 0.5 ppm/ 5min) puede ser apropiado para mejorar la calidad microbiológica de estos productos y permitir su almacenamiento durante tiempo prolongados de hasta 18, 21 o 28 días según el tipo de fruta.

Referencias

Alexopoulos, A., Plessas, S., Ceciu, S., Lazar, V., Mantzourani, I. V., Stavropoulou, E., & Bezirtzoglou, E. (2013). Evaluation of ozone efficacy on the reduction of microvial population of fresh cut lettuce (Lactuca sativa) and green bell pepper (Capsicum annuum). Food Control, 491-496.

Ali, A., Yeoh, W. K., Forney, C., & Siddiqui, M. W. (2017). Advances in postharvest technologies to extend the storage life of minimally processed fruits and vegetables. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 1–18.

Alwi, N. A., & Ali, A. (2014). Reduction of Escherichia coli O157, Listeria monocytogenes and Salmonella enterica sv. Typhimurium populations on fresh-cut bell pepper using gaseous ozone. Food Control, 46, 304–311.

Andrade-Cuvi, M. J., Moreno-Guerrero, C., Concellón, A. & Chicaiza-Velez, B. (2013). Efecto hormético de la radiación UV-C sobre el desarrollo de Rhizopus y Phytophthora en naranjilla (Solanum quitoense). Revista Iberoamericana de Tecnología Postcosecha, 14(1).

Arreaga Gómez, L.F. (2017) La producción y exportación de las principales frutas no tradicionales y su importancia en las exportaciones totales del Ecuador, periodo 2012-2016. Facultad de Ciencias Económicas. Carrera de Economía. [Tesis de grado] Universidad de Guayaquil. Guayaquil-Ecuador

BCE (2016) Banco Central del Ecuador. Base de datos Comercio Exterior. http://www.bce.fin.ec

Beloti, V.; Barros, M.; Pinto Nunes, M.; Santana, E. H. W. de; Nero, L. A., & Souza, J. A. (2002). Use of Readycult™ - LMX for enumeration of total coliforms and Escherichia coli in milk. Brazilian Journal of Microbiology, 33(1), 49-52

Benavides, P. & Cuasqui L. (2008). Estudio del comportamiento poscosecha de la uvilla (Physalis Peruviana L.) sin capuchón. Facultad de Ingeniería. Carrera de Ingeniería Agroindustrial. [Tesis de grado]. Universidad Técnica del Norte. Ibarra-Ecuador

Beuchat, L.R. (2002). Ecological factors influencing survival and growth of human pathogens on raw fruits and vegetables. Microbes and Infection (4) 413-423.

Brito, B., Espín, S., Vásquez, W., Viteri, P., López, P., & Jara, J. (2011). Manejo poscosecha, características nutricionales de la naranjilla para el desarrollo de pulpas y deshidratados. INIAP. Plegable No. 386. Quito, Ecuador.

Cárdenas, B., Andrade-Cuvi, M.J., Moreno-Guerrero, C., & Concellón A. Efecto de la radiación UV-C sobre el crecimiento fúngico en uvilla (Physalis peruviana L.) orgánica. VII Congreso Iberoamericano de Ingeniería de Alimentos (CIBIA). 23 al 26 Octubre de 2011 – Lima – Perú. Publicación en CD.

Carvajal Heredia, G.A. (2012) Evaluación de las pérdidas poscosecha tanto físicas y de calidad en el sistema de producción agrícola del CADET. Tumbaco, Pichincha. Facultad de Ciencias Agrícolas. Escuela de Ingeniería Agronómica. [Tesis de grado] Universidad Central del Ecuador. Quito-Ecuador

FAO (s.f.) La horticultura y la fruticultura en el Ecuador. http://www.fao.org/ag/agn/pfl_report.../Ecuador/Importancereport.doc

Galarza, D.; Garcés, S.; Velásquez, J.; Sánchez, V., & Zambrano, J. (Eds) (2016) El cultivo de mora en el Ecuador. Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP). Quito, Ecuador

Glowacz, M. & Rees, D. (2016). The practicality of using ozone with fruit and vegetables. Journal of the Science of Food and Agriculture, 96(14), 4637–4643.

Guzel-Seydim, Z. B., Greene, A. K., & Seydim, A. C. (2004). Use of ozone in the food industry. LWT - Food Science and Technology, 37(4), 453–460.

Habibi Najafi, M.B., & Haddad Khodaparast, M.H. (2009) Efficacy of ozone to reduce microbial populations in date fruits. Food Control 20, 27-30

Karaca, H. Use of ozone in the citrus industry. Ozone Sci. Eng. 2010, 32,122–129.

Kim, J.-G., Yuosef, A. E., & Dave, S. (1999). Application of Ozone for Enhancing the Microbiological Safety and Quality of Foods: A Review. Journal of Food Protection, 62(9), 1071–1087.

Mertz, C., Cheynier, V., Günata, Z., & Brat, P. (2007). Analysis of Phenolic Compounds in Two Blackberry Species (Rubus glaucus and Rubus adenotrichus) by High-Performance Liquid Chromatography with Diode Array Detection and Electrospray Ion Trap Mass Spectrometry. Agricultural and Food Chemistry, 55(21), 8816-8624.

Montville, T. (2012). Food Microbiology and introduction. 3era. Edición. ASM Press Washington, DC, Cap. 2, Pág. 25

Habibi Najafi, M. B., & Haddad Khodaparast, M. H. (2009). Efficacy of ozone to reduce microbial populations in date fruits. Food Control, 20(1), 27–30.

Pandiselvam, R., Sunoj, S., Manikantan, M., Kothakota, A., & Hebbar, K. (2016). Application and Kinetics of Ozone in Food Preservation. Ozone: Science and Engineering, 39:2, 115-126.

Pareek, S. (2017). Novel Postharvest Treatments of Fresh Produce. CRC Press. Boca Ratón, Estados Unidos. Cap. 8 Pág. 217

Ray B. & Bhunia, A. (2013). Fundamental Food Microbiology. 5ta. Edición. CRC Press. Estados Unidos. Sección 2

Sapers, G., Gorny, J., & Yousef, A. (2005). Microbiology of Fruits and Vegetables. CRC Press. Estados Unidos. Cap 1. Pag 3.

Selma, M., Ibánez, A., Allende, A., Cantwell, M., & Suslow, T. (2008). Effecto of gaseus ozone and hot water on microbial and sensory queality of cantaloupe and potential transference of Escherichia coli O1757:H7 during cutting. Food Micobiology, 162-168.

Seow, J., Ägoston, R., Phua, L., & Yuk, H. (2012). Microbiological quality of fresh vegetables and fruits sold in Singapore. Food Control, 39-44.

Sheng, L., Hanrahan, I., Sun, X., Taylor, M., Mendoza, M., & Zhu, M. (2018). Survival of Listeria innocua on Fuji apples under commercial cold storage with or without low dose continuous ozone gaseous. Food Microbiology, 21-28.

Shynkaryk, M. V., Pyatkovskyy, T. I., Yousef, A. E., & Sastry, S. K. (2016). Gaseous ozone treatment of baby spinach within the existing production chain for inactivation of Escherichia coli O157:H7. Journal of Food Engineering, 191, 10–18. doi:10.1016/j.jfoodeng.2016.06.025

Sperber, W.H., & Doyle, M.P. (2009) Compendium of the microbiological spoilage of foods and beverages. Food Microbiology and Food Safety. Springer. pp. 135

Tzortzakis, N., & Chrysargyris, A. (2016). Postharvest ozone application for the preservation of fruits and vegetables. Food Reviews International, 33(3), 270–315. doi:10.1080/87559129.2016.1175015

Wang, L., Fan, X., Sokorai, K., & Sites, J. (2019). Quality deterioration of grape tomato fruit during storage after treatments with gaseous ozone at conditions that significantly reduced populations of Salmonella on stem scar and smooth surface. Food Control. (103) 9-20.

Notas de autor

Correo electrónico de autor para correspondencia: mjandradecuvi@ute.edu.ec